1. PENGARUH KONDISI BENIH DAN KONDISI ... - WordPress.com

1. PENGARUH KONDISI BENIH DAN KONDISI SIMPAN TERHADAP DAYA SIMPAN BENIH KACANG TANAH Pendahuluan Latar belakang Penyimpanan benih merupakan suatu upaya untuk mempertahankan viabilitas selama mungkin sehingga mutu benih saat ditanam tetap tinggi. Beberapa faktor yang berpengaruh terhadap daya simpan benih adalah faktor internal, faktor lingkungan simpan. Faktor internal mencakup-sifat-sifat benih secara genetik, faktor kondisi benih meliputi kadar air dan vigor awal, kebersihan, tingkat kerusakan mekanis.faktor lingkungan meliputi faktor biotik dan abiotik. Faktor abiotik mencakup RH, suhu dan gas. Kondisi benih apakah disimpan dalam polong atau dalam bentuk biji akan berpengaruh terhadap viabilitas benih selama penyimpanan. Peningkatan kadar air benih karena kondisi lingkungan khususnya RH akan mempercepat laju kemunduran benih. Praktikum ini bertujuan untuk mempelajari pengaruh kondisi benih kacang tanah dan RH ruang simpan terhadap viabilitas benih kacang tanah selama di penyimpanan. Bahan dan Metode : 1. Siapkan benih kacang tanah dalam bentuk biji dan polong . Kemas benih dalam plastic yang telah beri lubang-lubang. 2. Siapkan toples diisi dengan silica, dan toples yang lain diisi dengan larutan garam NaCl jenuh. Siapkan toples untuk penyimpanan selama 10 minggu. 3. Selanjutnya simpan benih yang sudah dikemas pada toples tersebut . Penyimpanan dilaksanakan pada kondisi kamar . Amati suhu dan RH toples penyimpanan. 4. Setiap minggu dilakukan pengujian daya berkecambah benih dan kadar air benih 5. Masukan data pengamatan ke dalam tabel. Buat grafik untuk menjelaskan viabilitas benih selama periode penyimpanan. Amati bagaimana kecenderungan daya berkecambah benih dan kadar air benih sampai akhir periode penyimpanan.

Panduan Praktikum Dasar Ilmu dan Teknologi Tahun 2012

Tabel 1. Pengamatan kadar air benih (KA) Periode simpan

Perlakuan Ulangan

(minggu)

Polong RH Tinggi

RH rendah

Biji RH Tinggi

RH rendah

1 0

2 3 1

1

2 3 1

2

2 3 1

3

2 3 1

4

2 3 1

5

2 3 1

6

2 3 1

7

2 3 1

8

2 3 1

9

2 3 Panduan Praktikum Dasar Ilmu dan Teknologi Tahun 2012

Tabel 2. Pengamatan daya berkecambah benih (DB) Periode simpan

Perlakuan Ulangan

(minggu)

Polong RH Tinggi

RH rendah

Biji RH Tinggi

RH rendah

1 0

2 3 1

1

2 3 1

2

2 3 1

3

2 3 1

4

2 3 1

5

2 3 1

6

2 3 1

7

2 3 1

8

2 3 1

9

2 3 Panduan Praktikum Dasar Ilmu dan Teknologi Tahun 2012

2. PENENTUAN BOBOT KERING KECAMBAH Pendahuluan Latar belakang Pengujian viabilitas benih melalui pendekatan fisiologis dilakukan dengan mengamati gejala pertumbuhan benih tersebut. Tolok ukur yang digunakan untuk pengujian tersebut misalnya daya berkecambah benih yaitu penentuan persentase kecambah normal dari benih yang diuji. Viabilitas benih juga dapat dinilai berdasarkan kemampuannya dalam pembentukan biomas kecambah yang diukur berdasarkan bobot kering kecambah. Lot benih yang viabilitasnya lebih tinggi akan mampu menghasilkan bobot kering kecambah lebih besar. Pengukuran bobot kering kecambah merupakan tolok ukur yang lebih kuantitatif dan obyektif. Praktikum ini bertujuan untuk menguji viabilitas benih dengan tolok ukur bobot kering kecambah dari 2 lot benih kacang tanah. Bahan dan Metode 1. Tanam benih kacang tanah dengan metoda UKDdp, 20 butir setiap gulung dan dikecambahkan dalam alat pengecambah benih tipe IPB 72-1 2. Hitung daya berkecambah benih pada hari ke-5 3. Setelah pengamatan daya berkecambah, lakukan pengukuran bobot kering kecambah normal dengan cara sebagai berikut : 4. Buang kotiledon dengan hati-hati 5. Masukkan kecambah yang sudah dibuang kotiledonnya ke dalam kantong kecambah. Kantong ditimbang terlebih dahulu untuk mengetahui bobot awal (Ko) 6. Masukkan kantong berisi kecambah dalam keadaan terbuka ke dalam oven suhu 60 oC selama 3 x 24 jam 7. Selanjutnya masukkan kantong dalam desikator, tunggu sampai dingin dan ditimbang (K1) 8. Bobot kering kecambah = K1 – Ko Hasil pengamatan dimasukkan ke dalam tabel berikut Tabel 3. Hasil pengamatan daya berkecambah dan bobot kering kecambah Lot Benih Viabilitas tinggi Viabilitas rendah

Ulangan

Daya berkecambah (%)

Bobot kering kecambah (g)

1 2 3 1 2 3


3. EFISIENSI ALAT PEMBERSIH DAN PEMILAH BENIH Pendahuluan Latar Belakang Pembersihan benih sangat penting karena benih yang kotor tidak baik bila disimpan lama, secara tidak langsung akan mempengaruhi viabilitas benih karena tersumbat ruang antara benih akan menimbulkan panas dan kelembaban yang tinggi sehingga menjadi tempat bersarangnya cendawan maupun hama. Proses pembersihan benih bertujuan untuk menghilangkan kotoran-kotoran fisik maupun biji-bijian lain yang mencampuri suatu kelompok benih. Kotoran fisik antara lain yaitu pecahan-pecahan biji, benih-benih yang berukuran kurang sempurna (keriput, inferior, membatu akibat kurang masak atau terserang penyakit), pecahan-pecahan batu maupun ranting-ranting yang terbawa pada waktu proses permanen. Dalam proses pembersihan dapat terjadi kerusakan fisik atau kurang sempurna proses pembersihannya sehingga diperoleh hasil yang tidak bersih 100%. Prinsip kerja dari alat pembersih ini adalah, memisahkan benih berdasarkan perbedaan ukuran/bentuk dan berat benih Percobaan ini bertujuan untuk mempelajari efisiensi alat pembersih benih model clipper Bahan dan metode Siapkan calon benih padi 25 kg untuk setiap ulangan. Masukkan ke dalam mesin ASC dengan perlakuan sbb : 1. Hoper lebar, blower kecepatan tinggi 2. Hoper sedang, blower kecepatan tinggi 3. Hoper lebar, blower kecepatan sedang 4. Hoper sedang, blower kecepatan sedang


Tabel 4. Hasil Pengamatan pembersihan dan pemilahan benih padi Perlakuan

Jumlah benih bersih (kg)

Jumlah kotoran (g)

1.Hoper lebar,blower tinggi 2.Hoper sedang, blower tinggi 4.Hoper lebar,blower sedang 3.Hoper sedang ,blower sedang


4. EFISIENSI PEMBERSIHAN DAN PEMILAHAN DENGAN BLOWER SEPARATOR Pendahuluan Latar belakang Blower separator merupakan alat prosesing benih yang berfungsi untuk memisahkan kotoran atau pemilahan benih berdasarkan bobot materinya Materi yang ringan akan tertiup lebih jauh dan akan tertampung di posisi paling atas. Materi yang lebih berat akan tertampung di bagian yang lebih bawah . Sehingga berdasarkan bobotnya kotoran atau benih dapat dipisahkan Praktikum ini bertujuan untuk membersihkan calon benih cabe Bahan dan metode Benih cabe 1. Siapkan calon benih cabe sebanyak 5 g. 2. Masukan dalam blower separator dan lakukan pembersihan dengan kecepatan tinggi, sedang dan rendah. 3. Amati komponen pada tiap-tiap bagian Tabel 5. Hasil Pengamatan pembersihan cabe dengan blower Perlakuan Tinggi

Sedang

Rendah

Bayam

Padi

1………

1………

2……..

2……..

3……..

3……..

1………

1………

2……..

2……..

3……..

3……..

1………

1………

2……..

2……..

3……..

3……..


5.PENETAPAN KADAR AIR BENIH Pendahuluan Latar Belakang Kadar air benih merupakan salah satu faktor penting yang harus diperhatikan pada kegiatan pemanenan, pengolahan, penyimpanan dan pemasaran benih. Kadar air benih sangat menentukan ketepatan saat panen, tingkat kerusakan mekanis saat pengolahan, kemampuan benih mempertahankan viabilitasnya selama penyimpanan sehingga pengukuran kadar air benih harus dilakukan dalam pengujian mutu benih (termasuk uji rutin). Ada dua metode pengukuran kadar air yang dapat dilakukan, yaitu metode langsung dan metode tak langsung. Pada metode langsung kadar air benih dihitung secara langsung dari berkurangnya berat benih akibat hilangnya air dari dalam benih. Sedangkan secara tidak langsung kadar air dapat diukur tanpa mengeluarkan air dalam benih, tetapi dengan memanfaatkan hambatan listrik dalam benih yang kemudiaan dikorelasikan dengan kadar air. Percobaan ini bertujuan untuk mengetahui perbedaan kadar air benih menggunakan metoda langsung dengan oven suhu tinggi (130-1330C), dan metoda tidak langsung menggunakan alat moisture tester yaitu Steinlite moisture tester Bahan dan Metode. Metode langsung 1. Ambil benih padi untuk masing-masing lot kurang lebih 5 g dan benih dihancurkan dengan blender selama 0.5 menit. 2. Timbang cawan dan tutup (M1), kemudian masukkan benih yang sudah dihancurkan ke dalam cawan dan timbang kembali (M2). 3. Masukan cawan tersebut kedalam oven 130-133 0C, waktu sesuai komoditas dengan kondisi cawan terbuka. 4. Setelah min. 1 jam cawan dikeluarkan dari oven dalam keadaan tertutup, kemudian dimasukkan kedalam desikator selama 30 menit hingga dingin 5. Timbang benih, cawan dan tutup yang telah di oven (M3). 4. Hitunglah kadar air benih dengan menggunakan rumus sebagai berikut : (M2 – M3) KA= -------------- X 100% (M2-M1) Keterangan : KA = Kadar air benih M1 = Berat cawan + tutup kosong M2 = Berat cawan + tutup + benih sebelum dipanaskan M3 = Berat cawan + tutup + benih setelah dipanaskan Metode tidak langsung Timbang masing-masing lot benih 100 g padi. Kadar air diukur dengan alat Steinlite moisture tester. Panduan Praktikum Dasar Ilmu dan Teknologi Tahun 2012

Data kadar air yang diperoleh dimasukkan dalam Tabel 6. Tabel 6. Penentuan kadar air benih padi dengan metode oven dan Steinlite Benih

ulangan Oven

Padi

Lot 1 Steinlite

Lot 2 Oven

Steinlite

1 2 3 Rata-rata


6. PEMATAHAN DORMANSI BENIH Pendahuluan Latar Belakang Dormasi benih merupakan suatu kondisi dimana benih tidak berkecambah walaupun ditanam dalam kondisi yang optimum. Salah satu keuntungan sifat dormansi pada benih yaitu untuk melestarikan spesies tersebut. Namun dormansi dapat menjadi masalah karena saat konsumen benih akan menanam benih yang masih dorman tidak tumbuh dengan seragam, selain itu juga mengacaukan interpretasi dalam pengujian benih. Beberapa jenis benih tidak dapat berkecambah karena adanya hambatan dari kulit benih yang impermeabel terhadap air dan gas, kulit benih yang tebal dan keras. Sebagian jenis benih yang lain tidak mampu berkecambah ketika baru dipanen dan baru dapat berkecambah setelah melampaui periode penyimpanan kering. Kasus tersebut disebut afterfipening. Beberapa metode pematahan dormansi telah dikembangkan berdasarkan kasus penyebab dormansi benihnya, karena metode yang efektif untuk suatu kasus belum tentu efektif untuk kasus dormansi lainnya. Tujuan Praktikum ini bertujuan untuk mempelajari teknik pematahan dormansi yang tepat pada kasus dormansi fisiologi (salah satunya after-ripening) dan dormansi fisik. Bahan dan Metode Bahan yang diperlukan adalah benih padi yang baru dipanen, benih saga pohon, 0.2 % KNO3, air panas (mendidih), aquades, kertas merang, plastik, label dan pasir. Teknik pematahan dormansi benih padi 1. kontrol (P0) 2. perendaman KNO3 0.2 % selama 24 jam (P1) 3. perendaman dengan air selama 24 jam (P2). 4. Setelah diberi perlakuan benih ditanam dengan metode UKDdp 5. Pengamatan dilakukan setelah 1 minggu dengan menghitung daya berkecambah dan potensi tumbuh maksimum Teknik pematahan dormansi benih saga 1. kontrol (P0) 2. perendaman KNO3 0.2 % selama 24 jam (P1) 3. Skarifikasi fisik yaitu dengan menggunting kulit benih pada posisi yang berlawanan dengan embrio (P2). 4. Setelah diberi perlakuan benih ditanam dengan media pasir 5. Pengamatan dilakukan setelah 1 minggu dengan menghitung daya berkecambah dan potensi tumbuh maksimum


Tabel 7. Pengamatan daya berkecambah benih saga Perlakuan Ulangan

Kontrol

Skarifikasi

KNO3 0.2 %

1 2 3 4 Tabel 8. Pengamatan potensi tumbuh maksimum benih saga Perlakuan Ulangan

Kontrol

Skarifikasi

KNO3 0.2 %

1 2 3 4


Tabel 9. Pengamatan Periode simpan (minggu) 0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

potensi tumbuh maksimum /daya berkecambah benih padi

Ulangan

Perlakuan Kontrol

KNO3

Air

1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3


7.PENGUJIAN DAYA BERKECAMBAH BENIH Pendahuluan Latar belakang Viabilitas benih dapat diketahui dengan melakukan pengujian benih. Berbagai macam metode pengujian benih dibuat untuk mendeteksi parameter viabilitas benih. Pengujian daya berkecambah benih digunakan untuk mendeteksi parameter viabilitas potensial benih. Daya berkecambah atau daya tumbuh benih adalah tolok ukur bagi kemampuan benih untuk tumbuh normal dan berproduksi normal pada kondisi lingkungan yang optimum. Sesuai dengan tujuan pengujian yaitu untuk mendeteksi viabilitas benih dalam kondisi optimum, kondisi pengujian daya berkecambah benih dibuat serba optimum dan standar. Media untuk menumbuhkan benih digunakan : kertas merang dan pasir, kertas saring atau kertas koran bila benih dikecambahkan dalam alat pengecambah benih. Media pasir, serbuk gergaji atau arang sekam digunakan bila benih ditumbuhkan diruang persemaian (leathouse). Ukuran media kertas atau boks plastik yang digunakan harus standar untuk menanam sejumlah benih tertentu , pelembaban media harus optimum karena media terlalu kering atau terlalu basah akan menyebabkan kondisi menjadi tidak optimum. Metode penanaman benih dalam uji daya berkecambah yang menggunakan media kertas: benih ditanam diatas media kertas (UDK), diantara media kertas (UAK), diantara media kertas kemudian digulung (UKD) yang diletakkan berdiri dalam germinator (UKDdp), bila dilapisi plastik dibagian luarnya adalah UKDdp. Ciri lain dan khas dari pengujian daya berkecambah benih adalah pengamatan terhadap benih yang tumbuh dilakukan dua kali. Pengamatan pertama biasa disebut hitungan pertama, dilakukan pada hari ketiga setelah tanam untuk benih jagung, kedelai, kacang tanah; untuk benih padi pada hari kelima dan untuk benih cabe, tomat dan terong pada 7 hari setelah benih ditanam. Pengamatan pertama ditujukan untuk optimalisasi media, benih yang telah tumbuh menjadi kecambah normal dihitung, dicatat jumlahnya, setelah itu dikeluarkan dari media. Benih yang busuk, bercendawan juga disingkirkan. Bila media kering ditambah kelembabannya. Benih yang belum berkecambah atau kecambah belum tumbuh normal dibiarkan dalam media tanam hingga akhir pengujian. Pengamatan kedua atau hitungan kedua semua kecambah normal, kecambah abnormal, benih mati dan benih segar tidak tumbuh dijumlah. Penentuan daya berkecambah benih adalah jumlah kecambah normal hitungan satu dan dua dibagi jumlah benih yang diuji dikali 100%. Kriteria kecambah normal yang digunakan bagi bermacam jenis tanaman juga harus standar. Untuk tanaman dikotil bagian kecambah yang harus diperhatikan ialah : perakaran yang terdiri akar primer dan sekunder, hipokotil yaitu calon batang yang terletak di bawah kotiledon, kedua kotiledon, epikotil dan plumula. Untuk kecambah monokotil bagian yang diperhatikan : akar seminal primer dan sekunder, mesokotil, koleoptil, dan plumula. Tujuan Setelah mengikuti praktikum Pengujian Daya Berkecambah Benih mahasiswa dapat melakukan beberapa metode uji daya berkecambah benih serta dapat mendetek si viabilitas potensial suatu lot benih dengan tolok ukur daya berkecambah benih


Bahan dan Metode Bahan Benih yang digunakan : kangkung,bayam

jagung, kacang panjang, , caisin, cabe, terong, bawang,

Media yang digunakan : kertas merang segi empat panjang berukuran 20X30 cm, kertas merang bentuk bulat diameter 10 cm Alat yang digunakan

IPB 72 – 1

: germinator tipe : IPB 72-1; IPB 73-2A/B, IPB 73-2A. Boks Plastik ukuran 20X30X10, Alat pengepres kertas merang IPB 75-1.

IPB 73-2A/B

IPB 73-2A

Alat pengepres kertas merang IPB 75-1 Metode Pengujian daya berkecambah benih dengan metode UDK (Uji Diatas Kertas) - Cawan petri diameter 10 cm dilapisi tiga lembar media kertas merang bentuk bulat - Diatas kertas merang ditetesi air hingga merata. Cawan dimiringkan sehingga air yang berlebih terkumpul dibagia bawah. Air berlebih dibuang. - Benih yang ditanam dengan metode UDK ialah benih yang berukuran kecil : cabe,terong caisin, bawang, bayam. - Jumlah benih yang ditanam satu cawan petri 25 butir. - Cawan petri ditutup, diletakkan dalam germinator tipe IPB 73-2A. Setelah benih mulai berkecambah, tutup cawan dibuka. - Pengamatan terhadap jumlah kecambah nornal Pengujian daya berkecambah benih dengan metode UKDdp (Uji Kertas Digulung dalam Plastik) Panduan Praktikum Dasar Ilmu dan Teknologi Tahun 2012

- Kertas merang segi empat panjang berukuran 20X30 cm direndan dalam air. Setelah lembab diangkat dan diriskan airnya menggunakan alat pengepres kertas merang IPB 75-1 - Benih ditanam diatas 3 media kertas merang yang dibawahnya dilapisi plastik, untuk media ukuran 20X30 ditanam 25 butir benih ukuran sedang-besar (jagung, kacang panjang, kangkung). Setelah benih ditanam, ditutup dengan 3 lembar media lembab, kemudian digulung. - Benih dikecambahkan dalam germinator tipe IPB 72-1. - Pengujian UKDdp untuk padi digunakan media kertas merang ukuran 20X30 cm dilipat jadi dua sejajar panjangnya. Diatas media ditanam 25 butir benih padi, media setengahnya ditutupkan, kemudian media digulung. Germinator yang digunakan Tipe IPB 73-2A/B. Tabel 10. Pengamatan Daya Berkecambah Benih Komoditi

Ulangan

Daya Kecambah Kecambah Benih % Berkecambah Normal Abnormal Mati

Kangkung 1 2 3 Jagung 1 2 3 Kacang 1 panjang 2 3 Caisin 1 2 3 Bawang 1 2 3 Bayam 1 2 3 Cabe 1 2 3 Terong 1 2 3


8.UJI VIGOR BENIH Pendahuluan Latar Belakang Vigor benih adalah kemampuan tumbuh benih menjadi tanaman berproduksi normal dalam kondisi subobtimum. Beberapa kondisi suboptimum di lapang misalnya ; kondisi kekeringan, tanah salin, tanah asam, tanah penyakit, dsb. Benih yang mampu mengatasi kondisi tersebut termasuk lot benih bervigor tinggi. Pengujian ketahanan benih terhadap kekeringan dapat dilakukan secara simulasi di Laboratorium menggunakan larutan NaCl. Pada konsentrasi tinggi larutan ini tidak hanya memberikan cekaman akibat tekanan osmotiknya sehingga benih mengalami hambatan dalam proses imbibisi, tetapi juga memberikan cekaman terhadap kondisi salin. Pada kondisi tersebut hanya benih vigor yang mampu tumbuh dengan baik. Tujuan Praktikum ini bertujuan untuk mempelajari uji vigor kekuatan tumbuh benih kedelai terhadap kekeringan (VKTkekeringan). Bahan dan Metoda Bahan dan Alat Bahan yang diperlukan adalah dua lot benih kedelai yang berbeda vigornya, kertas merang, plastik, label, larutan NaCl 5.12 g/l dan air. Alat yang dibutuhkan adalah alat pengecambah benih IPB 72-1, gelas ukur, beaker glass, pengaduk gelas, timbangan serta alat penunjang yang lain. Metode Prosedur pelaksanaan 1. Tanam masing-masing lot benih kedelai sebanyak 25 butir pada substrat kertas merang yang sudah dilembabkan dengan larutan NaCl 5.12 g/l. Untuk kontrol substrat perkecambahan dilembabkan dengan aquades. Lakukan sebanyak 4 ulangan untuk masing-masing perlakuan pada kedua lot benih. 2. Pengecambahan dilakukan pada alat pengecambah benih IPB 72-1. 3. Pengamatan dilakukan pada hari ke-5 setelah tanam terhadap kecambah normal, abnormal dan mati (isikan pada Tabel ). Bandingkan bagaimana pertumbuhan kecambah pada kedua substrat (kontrol dan perlakuan NaCl) pada kedua lot benih. 4. Bahas dan buat kesimpulannya.


Tabel 11. Hasil pengamatan uji vigor dengan media yang dilembabkan larutan NaCl Lot

Perlakuan

Ulangan

Kecambah Normal

Kecambah Abnormal

Mati

1 Kontrol

2 3 4

Vigor Tinggi

Rata-rata 1 NaCl

2 3 4

Rata-rata 1 Kontrol

2 3 4

Vigor Rendah

Rata-rata 1 NaCl

2 3 4

Rata-rata


9.UJI CEPAT VIABILITAS BENIH DENGAN TETRAZOLIUM Pendahuluan Latar Belakang Uji tetrazolium juga disebut uji biokhemis benih atau uji cepat viabilitas. Disebut uji biokhemis karena uji tetrazolium mendeteksi adanya proses biokimia yang berlangsung di dalam sel-sel benih khususnya sel-sel embrio. Disebut uji cepat viabilitas karena indiksi yang diperoleh dari pengujian tetrazolium bukan berupa perwujudan kecambah, melainkan polapola pewarnaan pada embrio, sehingga waktu yang diperlukan untuk pengujian tetrazolium tidak sepanjang waktu yang diperlukan untuk pengujian yang indikasinya berupa kecambah. Pengujian tetrazolium menggunakan senyawa indikator 2.3.5 Trifenil tetrazolium klorida yang larut dalam air untuk mengindikasi adanya sel-sel yang hidup. Bila indikator diimbibisi oleh benih kedalam sel-sel benih yang hidup dengan bantuan enzim dehidrogenase akan terjadi proses reduksi sehingga terbentuk endapan formazan yang berwarna merah. Pada selsel yang mati tidak terjadi reduksi, sehingga warnanya tetap. Adanya pola-pola warna merah pada bagian-bagian penting pada embrio benih mengindikasikan benih mampu menumbuhkan embrio menjadi kecambah yang normal. Kegunaan uji tetrazolium cukup banyak : untuk mengetahui viabilitas benih yang segera akan ditanam, untuk mengetahui viabilitas benih dorman, untuk mengetahui hidup atau matinya benih segar tidak tumbuh dalam pengujian daya berkecambah benih. Uji tetrazolium sebagai uji vigor bila dilakukan, dengan cara membuat penilaian benih lebih dapat dikembangkan ketat untuk katagori benih vigor diantar benih viabel. Faktor-faktor yang perlu diperhatikan dalam uji tetrazolium ialah : penyiapan benih yang akan diuji dengan menghitung jumlahnya, pelembaban benih untuk aktivasi enzim dan pelunakan jeringan benih, pembukaan jaringan benih untuk pewarnaan ( penusukan, pemotongan, pengupasan testa, pengeluaran embrio), penyiapan larutan tetrazolium, suhu dan lama perendaman, penilaian benih viabel dan benih non viabel. Bahan dan Metode 1. Dua lot benih jagung masing-masing 50 butir dilembabkan selama 1 malam. 2. Belah bagian embrio untuk mempercepat masuknya larutan tetrazolium ke dalam benih. Rendam benih tersebut dengan larutan Tetrazolium 0.5 % secukupnya sampai benih terendam seluruhnya. Untuk mempercepat proses pewarnaan bisa dipakai suhu 400C selama 1 jam 3. Evaluasi/Pengamatan Setelah proses pewarnaan biji harus segera diamati :  Tuang larutan tetrazolium dengan menggunakan saringan teh, cuci benih dengan air mengalir sampai bersih (bebas dari larutan tetrazolium).  Rendam dalam air bersih.  Amati benih satu per satu dengan kaca pembesar, klasifikasikan sesuai dengan gambar 1 – 10. Gambar dan hitung persentase benih viabel.  Apabila perlu gunakan mikroskop stereo


Gambar 1. Pola pewarnaan Tetrazolium untuk benih /biji jagung yang hidup dan yang mati Kriteria dalam interpretasi hasil uji tetrazolium pada biji jagung. Bagian gambar yang berwarna hitam menunjukkan adanya pewarnaan merah dari jaringan yang hidup; bagian yang berwarna putih adalah bagian yang tidak berwarna yang berarti jaringannya mati. No.1 Biji dapat tumbuh (Germinable) Seluruh embrio berwarna merah cemerlang No.2-4 Biji dapat tumbuh (Germinable) Bagian ujung dari skutelum tidak berwarna No.5-6 Biji dapat tumbuh (Germinable) Bagian ujung dari skutelum tidak berwarna;dan bagian yang tidak kritis dari radikula (calon akar) juga tidak berwarna No.7-8 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Bagian di mana tempat akar seminal berasal (pada struktur biji) tidak ada pewarnaan No.9 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Plumula tidak terjadi pewarnaan (kadar jaringannya mati) No.10 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Bagian tengah dari skutelum dan bagian dari tempat pertumbuhan akar seminal tidak berwarna No.11 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Plumula dan radikula tidak berwarna No.12 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Panduan Praktikum Dasar Ilmu dan Teknologi Tahun 2012

Bagian bawah skutelum dan radikula sampai ke bagian tempat tumbuh akar seminal tidak berwarna No.13 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Skutelum seluruhnya tidak berwarna No.14 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Skutelum dan radikula tidak berwarna No.15 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Pewarnaan embrio merah muda yang sangat redup No.16 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Seluruh embrio tidak berwarna

Gambar 2. Benih/biji dan struktur bibit jagung Keterangan: A. Penampang luar kariopsis a. Pericap b. Embrio c. Endosperm B. Penampang membujur dari luar a. Skutelum b. Koleoptil c. Plumula C. Bibit a. Akar seminal b. Radikula c. Koleoriza Hasil Pengamatan Uji Cepat Viabilitas Benih dengan Tetrazolium


Gambar 3. Pola pewarnaan Tetrazolium untuk benih /biji kedele yang hidup dan yang mati Kriteria dalam interpretasi hasil uji tetrazolium pada biji kedele. Ilustrasi berupa gambar sepasang kotiledon, dan menyajikan kedua belah permukaan dari biji tersebut. Bagian gambar yang berwarna hitam adanya pewarnaan merah dari jaringan yang hidup; bagian yang berwarna putih adalah bagian yang tidak berwarna yang berarti jaringannya mati. No.1 Biji dapat tumbuh (Germinable) Biji seluruhnya berwarna (merah); di mana pewarnaannya tidak amat sangat berlebihan hingga berwarna merah tua (keunguan) No.2-5 Biji dapat tumbuh (Germinable) Hanya bagian kecil kotiledon tidak berwarna No.6 Biji dapat tumbuh (Germinable) Sedikit bagian ujung dari radikula (calon akar) tidak berwarna dan bagian kecil kotiledon tidak berwarna. No.7 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Bagian ujung dari radikula yang tidak berwarna cukup panjang (lebih dari titik ujung radikula) No.8 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Panduan Praktikum Dasar Ilmu dan Teknologi Tahun 2012

Pada bagian bertautnya kotiledon dengan poros radikula-hipokotil tidak berwarna (jaringannya mati) No.10 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Terdapat beberapa bagian tidak berwarna pada bagian atas poros radikula-hipokotil No.11 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Lebih dari setengah kotiledon bagian atas tidak berwarna No.12 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Bagian bawah kotiledon dan poros radikula-hipokotil pewarnaan merah kusam atau merah keputihan seperti susu; sedangkan bagian kotiledon yang lain berwarna merah. No.13 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Sama seperti no.12, namun bagian yang dengan pewarnaan merah keputihan seperti susu lebih besar No.14 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Biji berwarna merah tua keunguan. Pewarnaan tersebut pada seluruh bagian kedua permukaan kotiledon. No.15 Biji tidak dapat tumbuh (Non-Germinable) Biji seluruhnya tidak terjadi pewarnaan (semua jaringan mati).

Gambar 4. Benih/biji dan struktur kedelai


A. Benih B. Bibit C. Embrio a. kulit biji b. Hilum c. Hipokotil d. Plumula e. Kotiledon f. Akar primer

Tabel 12. Hasil pengamatan uji tetrazolium Ulangan 1

Jenis Benih

Viable (%)

Non-Viable (%)

Kecambah Normal (%)

Kecambah Abnormal (%)

Benih Mati (%)

Jagung Kedelai

2

Jagung Kedelai

3

Jagung Kedelai

4

Jagung Kedelai


10. STRUKTUR BENIH Pendahuluan Latar Belakang : Struktur internal benih pada dasarnya dibagi menjadi dua kelompok, yaitu benih yang mempunyai endosperm (endospermik) dan benih yang tidak mempunyai endoaperm (non endospermik). Contoh benih endospermik adalah benih tanaman dari familia Gramineae dan Euphorbiaceae, sedangkan contoh benih non endospermik adalah benih tanaman dari familia Leguminosae da Cucurbitaceae. Struktur lain dari benih adalah kult benih (testa) dan embrio. Testa benih bervariasi warnanya, teksturnya serta ada atau tidaknya struktur tambahan seperti sayap, karunkula. Embrio tanaman terdisi dari poros embrio dan kotiledon. Poros embrio terdiri dari calon akar (radikula), calon batang (eppikotil, hipokotil atau mesokotil), dan calon daun (plumula). Pada embrio benih monokotil calon daun dibungkus oleh koleoptil. Letak, ukuran dan bentuk embrio bervariasi.

Tujuan : Praktikum ini bertujuan untuk mempelajari variasi struktur benih tanaman beberapa familia.

Bahan dan Metode : Benih dari beberapa familia tanaman : Gramineae (jagung, padi), Leguminosae (kacang tanah, kedele, kacang merah, lamtoro), Solanaceae (tomat, cabe, terong), Eophorbiacea (jarak kepyar, jarak pagar, karet) dan lainnya yang tersedia. 1. Benih yang kering dilembabkan dahulu selama 24 jam supaya lunak, mempermu dah diiris atau dikupas 2. Iris benih dengan arah vertikal sehingga seluruh bagian internal dapat diamati 3. Amati warna, tekstur kulit benih serta adanya struktur tambahan 4. Gambar benih utuk dan struktur internalnya, beri keterangan masing masing ba gian benih
