Taxonomie du genre Sargassum

Taxonomie du genre Sargassum (Fucales, Phaeophyceae) en Nouvelle-Cal´ edonie et dans le Pacifique Sud. Approches morphologique et mol´ eculaire Lydiane Mattio

To cite this version: Lydiane Mattio. Taxonomie du genre Sargassum (Fucales, Phaeophyceae) en NouvelleCalédonie et dans le Pacifique Sud. Approches morphologique et moléculaire. Vegetal Biology. Université de la Méditerranée - Aix-Marseille II, 2008. French.

HAL Id: tel-00589775 https://tel.archives-ouvertes.fr/tel-00589775 Submitted on 2 May 2011

HAL is a multi-disciplinary open access archive for the deposit and dissemination of scientific research documents, whether they are published or not. The documents may come from teaching and research institutions in France or abroad, or from public or private research centers.

L’archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est destinée au dépôt et à la diffusion de documents scientifiques de niveau recherche, publiés ou non, émanant des établissements d’enseignement et de recherche fran¸cais ou étrangers, des laboratoires publics ou privés.

THESE Pour l’obtention du titre de Docteur de l’Université de Aix-Marseille II Spécialité: Biosciences de l’environnement

Présentée par Lydiane MATTIO

TAXONOMIE DU GENRE SARGASSUM (FUCALES, PHAEOPHYCEAE) EN NOUVELLE-CALEDONIE ET DANS LE PACIFIQUE SUD. APPROCHES MORPHOLOGIQUE ET MOLECULAIRE.

Soutenue le 12 décembre 2008 Devant le jury composé de:

Mme Claude Payri

Directeur de thèse

Mr. Marc Verlaque

Directeur de thèse

Mr. Bruno de Reviers

Rapporteur

Mr. Enric Ballesteros

Rapporteur

Mme Valérie Stiger-Pouvreau

Examinateur

Mr. Charles-François Boudouresque

Examinateur

Remerciements

REMERCIEMENTS C’est après un parcours universitaire atypique que je parviens enfin au terme des études qui me permettront de faire de la Recherche… ce métier qui faisait peur à mes profs de lycée, lesquels m’avaient vivement déconseillé de me lancer dans l’aventure. Je me décide alors pour deux ans d’IUT en Analyses Biologiques et Biochimiques à Toulon qui me destinaient à un métier de technicienne de laboratoire médical. Un stage avec Marc Bally au Centre d’Océanologie de Marseille concernant la célèbre Caulerpa taxifolia m’a pourtant convaincu que je ne devais pas m’arrêter là et pourquoi pas travailler sur les algues… S’en sont suivi deux ans de Bachelor Marine and Freshwater Biology à l’Université de Napier d’Edimbourg à la découverte des fjords écossais, une Maîtrise Biologie et Ecologie des Populations à l’Université de Montpellier II, et finalement un DU/DEA Biosciences de l’Environnement Chimie et Santé à l’Université de Aix Marseille II… c’est alors que j’ai eu la chance, à l’occasion d’un stage, de découvrir la Nouvelle-Calédonie, l’IRD, Claude Payri et les sargasses…. A cette époque pas de thèse en vue, mais un dossier de demande de bourse locale est tout de même constitué… et après quelques mois, la bourse nous est accordée (merci Nathaniel !). L’aventure débute en janvier 2005 et se termine en décembre 2008, quatre années intenses et beaucoup de sacrifices personnels qui je l’espère auront permis de mettre un peu d’ordre dans le genre Sargassum… Cette thèse n’aurait pu être possible sans le soutien, l’aide et les encouragements de nombreuses personnes que je souhaite remercier ici…. Néanmoins, comme pour le genre Sargassum, dresser une liste exhaustive semble difficile mais j’espère ne pas avoir oublié trop de monde. La première, essentielle et inoubliable c’est bien sûr Claude sans qui cette thèse n’aurait jamais été imaginée et jamais menée à bout. Merci de m’avoir fait confiance dés le début et tout au long de ces 4 ans; merci de tout ce que tu m’as fait découvrir et de la passion que tu as su me transmettre. Merci de ton dynamisme et ton exigence qui m’ont permis d’en arriver là. Tu vois ces « sales garces » n’auront pas eu raison de moi ! Un grand merci à Marc Verlaque qui a accepté de diriger de cette thèse à distance. Merci de vos nombreux conseils, corrections et remarques qui m’ont permis de développer de nombreux points et de finaliser ce manuscrit. Un grand merci également à Valérie Stiger-Pouvreau pour ton accueil à Brest, ta bonne humeur, nos discussions, tes commentaires et corrections tout au long de la thèse. Je tiens également à remercier le 4ème membre de mon comité de thèse, Philippe Borsa sans qui les analyses ADN n’auraient pas pu se faire, merci de m’avoir accueillie dans ton labo et merci pour tous tes conseils. Merci à F. Colin de m’avoir accueillie à l’IRD de Nouméa et à JP. Féral et B. Richer de Forges de m’avoir accueillie dans leur équipe respectives.

1

Remerciements Merci aux conservateurs de tous les herbiers que j’ai contacté ou qui m’ont accueillie et qui m’ont le plus souvent accordé leur aide, une aide très précieuse sans laquelle je n’aurai pu faire ce travail. Le principal et celui qui mérite sans doute le plus de remerciements c’est Bruno de Reviers a qui j’ai cassé les pieds plus d’une fois… merci aussi à Lionel qui a vu passer plusieurs dizaines de sargasses sous son scanner ! Un grand merci à Serge, Jérôme, Olivier, Guy et toutes les personnes de l’IRD qui m’ont conseillée et aidée tout au long de la rédaction des papiers, des rapports et de ce manuscrit ! Je suis également reconnaissante à tout le personnel administratif de l’IRD de Nouméa qui ont facilité mon séjour en tous points: commandes, biblio, billets d’avions, conventions ect… vous vous reconnaitrez ici j’en suis sûre. Un grand merci également à toute l’équipe des plongeurs IRDiens actuels et passés sans qui toutes ces collections de Nouvelle-Calédonie et d’ailleurs n’auraient pu être constituées. Merci donc à JeanLouis, Eric, et Cathy avec qui j’ai passé de nombreuses heures sous l’eau à collecter, mesurer et photographier. Ces sorties sur le terrain n’auraient pas été aussi bien menées s’il n’y avait eu à bord des super pilotes: merci à Miguel, Sam et Napoléon pour leur bonne humeur en toutes circonstances. Merci également à tout l’équipage de l’ALIS avec qui j’ai eu le plaisir de passer plus de deux semaines autour de l’île des Pins. Je voudrais aussi remercier tous les occupants du couloir Océano, mes amis thésards, ex thésards, contractuels ou stagiaires, ceux qui ne font pas partit de l’IRD, en particulier nos voisins de la CPS et ceux qui m’ont soutenus de loin… Sans vous ces quatre années n’auraient pas été aussi chaleureuses, merci pour tous les bons moments, j’espère qu’il y en aura pleins d’autres encore: Camille, Patricia, Nadia, Laure, Isa, Céline, Xavier, Phil (désolée Phil pas de Sargassum brightii !), Aymeric, Greg, Serge, Olivier, Yohann, Claudio & family, Romain, Andrés, Jean-Michel, Mayeul, Valérie, Pierre, Aude et Antoine, Karine, Hervé, Juju, Arnaud et Gwen, Olivier, Pascal, Audrey, et tous les autres…. un petit clin d’œil à mon colloc préféré qui m’a supportée pendant deux ans et demi…. Parmi les personnes les plus importantes à remercier évidemment ma famille: mes parents et ma grand-mère, mon frère et ma sœur qui m’ont laissé partir si loin sans s’inquiéter (enfin je crois). Merci à vous pour votre soutien moral…. (et financier !), pour les paquets contenant toutes sortes de surprises et qui font plaisir en toutes occasions. Un petit clin d’œil à André et Joëlle qui me voient Prix Nobel dans quelques années… Le remerciement de la fin, mais pas des moindres, va évidemment à Nico qui m’a soutenue malgré mon caractère difficile voir insupportable dans les périodes de stress (c'est-à-dire plus ou moins tout le temps). Toujours patient et attentif… j’espère que je saurai faire aussi bien pour la fin de ta thèse.

2

Remerciements Dans la même collection: L’élégance de la sargasse La sargasse dans son milieu naturel Mon amie la sargasse La sargasse et le tricot rayé 20 000 espèces de sargasse La sargasse prend des vacances La philosophie de la sargasse Vivre avec les sargasses L’homme et la sargasse La vie et l’œuvre de la sargasse

3

4

Sommaire

SOMMAIRE Liste des figures ................................................................................................................................... 11 Liste des tableaux ................................................................................................................................ 14 Avant-propos ....................................................................................................................................... 16 1.

Contexte institutionnel .............................................................................................................. 16

2.

Formations, missions, congrès .................................................................................................. 16

3.

Organisation du manuscrit......................................................................................................... 17

Chapitre I. Introduction Générale..................................................................................................... 19 1.

2.

3.

Cadre conceptuel ....................................................................................................................... 21 1.1.

Pourquoi une étude taxonomique ?.................................................................................. 21

1.2.

Pourquoi les sargasses ? .................................................................................................. 22

1.3.

Pourquoi la Nouvelle-Calédonie et les îles du Pacifique Sud?........................................ 22

Présentation du genre Sargassum.............................................................................................. 23 2.1.

Place des sargasses dans l’arbre du vivant. ..................................................................... 23

2.2.

Biologie et écologie ......................................................................................................... 26

2.2.1.

Mode de vie et reproduction........................................................................................ 26

2.2.2.

Habitat ......................................................................................................................... 26

2.2.3.

Variations saisonnières................................................................................................ 27

2.2.4.

Mode de dispersion ..................................................................................................... 27

2.3.

Diversité morphologique ................................................................................................. 29

2.4.

Répartition géographique ................................................................................................ 33

Etat des lieux de la taxonomie du genre Sargassum ................................................................. 34 3.1.

Historique ........................................................................................................................ 35

3.2.

Diversité spécifique ......................................................................................................... 37

3.3.

Caractères discriminants.................................................................................................. 38

3.4.

Synthèse de la classification actuelle............................................................................... 38

3.4.1.

Le sous-genre Phyllotrichia ........................................................................................ 44

3.4.2.

Le sous-genre Bactrophycus ....................................................................................... 44

3.4.3.

Le sous-genre Arthrophycus........................................................................................ 45

3.4.4.

Le sous-genre Sargassum............................................................................................ 45

3.5.

Difficultés taxonomiques................................................................................................. 48

3.5.1.

Ambiguïtés au niveau spécifique ................................................................................ 49

3.5.2.

Ambiguïtés au niveau des sous-divisions infra-génériques......................................... 50

5

Sommaire 3.5.3. 4.

Importance écologique du genre Sargassum ............................................................................. 51 4.1.

Habitat benthique majeur................................................................................................. 51

4.2.

Ingénieurs de l’écosystème et espèces clefs .................................................................... 52

4.3.

Evolution des populations de sargasses: changements de communauté.......................... 53

4.3.1.

Prolifération................................................................................................................. 54

4.3.2.

Régression ................................................................................................................... 55

4.4. 5.

6.

7.

Apport des analyses ADN ........................................................................................... 50

Espèces de Sargassum invasives ..................................................................................... 56

Importance économique ............................................................................................................ 57 5.1.

Molécules actives ............................................................................................................ 57

5.2.

Industrie agro-alimentaire et agriculture ......................................................................... 58

Cas d’étude: la Nouvelle-Calédonie.......................................................................................... 58 6.1.

Situation géographique et climatique .............................................................................. 58

6.2.

Diversité d’habitats récifo-lagonaires.............................................................................. 59

6.3.

Biodiversité des récifs et lagons néo-calédoniens ........................................................... 60

6.4.

Etat des connaissances sur les espèces de Sargassum de la Nouvelle-Calédonie ........... 61

Problématiques et objectifs de la thèse...................................................................................... 63

Chapitre II. Matériel et méthodes générales..................................................................................... 65 1.

Sites d’étude en Nouvelle-Calédonie et dans le Pacifique Sud ................................................. 67

2.

Matériel étudié........................................................................................................................... 67 2.1.

Collections historiques .................................................................................................... 67

2.1.1.

La collection A. Grunow............................................................................................. 67

2.1.2.

La collection C. et J. Agardh....................................................................................... 68

2.1.3.

La collection W.A. Setchell et W.R. Taylor ............................................................... 68

2.1.4.

La collection de Madame Catala ................................................................................. 68

2.1.5.

La collection du Muséum national d’histoire naturelle de Paris ................................. 68

2.1.6.

Autres collections anciennes ....................................................................................... 69

2.2.

Spécimens types .............................................................................................................. 69

2.3.

Collections récentes ......................................................................................................... 69

2.4.

Campagnes d’échantillonnage ......................................................................................... 70

2.4.1.

La Polynésie française................................................................................................. 70

2.4.2.

La Nouvelle-Calédonie ............................................................................................... 70

2.4.3.

Les îles Salomon ......................................................................................................... 70

2.4.4.

Le Vanuatu .................................................................................................................. 70

2.4.5.

Les îles Fidji ................................................................................................................ 71

2.5.

Réseau de collecteurs....................................................................................................... 71

6

Sommaire 3.

Analyses morphologiques ......................................................................................................... 71

4.

Analyses génétiques .................................................................................................................. 72 4.1.

Laboratoires d’analyses ................................................................................................... 72

4.2.

Méthodes d’analyses........................................................................................................ 72

4.3.

Choix des marqueurs ADN.............................................................................................. 73

4.3.1.

Marqueurs nucléaires .................................................................................................. 73

4.3.2.

Marqueurs chloroplastiques ........................................................................................ 74

4.3.3.

Marqueurs mitochondriaux ......................................................................................... 75

4.3.4.

Sélection des marqueurs les plus appropriés ............................................................... 75

4.4.

5.

4.4.1.

Méthode du plus proche voisin (NJ, Neigbor-Joining method) .................................. 76

4.4.2.

Méthode du maximum de parcimonie (MP, Maximum Parsimony method).............. 76

4.4.3.

Méthode du maximum de vraisemblance (ML, Maximum Likelihood method) ........ 77

4.4.4.

Bootstrap ..................................................................................................................... 77

4.4.5.

Méthode de l’inférence Bayésienne (BI, Bayesian Inference method) ....................... 78

Concepts taxonomiques et démarches utilisés .......................................................................... 78 5.1.

Concepts d’espèce ........................................................................................................... 78

5.1.1.

Les concepts d’espèce classiques ................................................................................ 78

5.1.2.

Le concept d’espèce phylogénétique........................................................................... 80

5.1.3.

Le concept d’espèce utilisé pour la taxonomie du genre Sargassum .......................... 80

5.2.

Démarche utilisée pour l’identification des espèces........................................................ 81

5.2.1.

Analyse morphologique, définition des morphotypes................................................. 81

5.2.2.

Analyses génétiques, définition des clades ................................................................. 82

5.2.3.

Confrontation des données morphologiques et génétiques ......................................... 82

5.2.4.

Identification des espèces............................................................................................ 83

5.3.

6.

Méthodes de reconstruction phylogénétiques.................................................................. 76

Révision taxonomique ..................................................................................................... 84

5.3.1.

Désignation des types.................................................................................................. 84

5.3.2.

Réduction d’un taxon en synonymie ........................................................................... 85

5.3.3.

Réévaluation de la classification taxonomique ........................................................... 86

Evaluation de l’étendue et de la biomasse des algueraies de Nouvelle-Calédonie ................... 88 6.1.

Quantification des algueraies in situ................................................................................ 88

6.1.1.

Méthode du transect linéaire ....................................................................................... 88

6.1.2.

Méthode du quadrat..................................................................................................... 90

6.2.

Protocole d’échantillonnage ............................................................................................ 90

6.2.1.

Suivi saisonnier des biomasses par espèce.................................................................. 90

6.2.2.

Estimation de l’étendue et de la biomasse des algueraies ........................................... 91

7

Sommaire Chapitre III. Résultats ....................................................................................................................... 93 1.

Révision taxonomique du genre Sargassum.............................................................................. 95 1.1. 1.1.1.

Résumé en français...................................................................................................... 95

1.1.2.

Taxonomic revision of Sargassum sect. Acanthocarpicae (Fucales, Phaeophyceae) . 96

1.2.

Contributions à la révision des autres sections et sous-genres ...................................... 121

1.2.1.

Phylogénie concaténée .............................................................................................. 124

1.2.2.

Phylogénies par marqueur ......................................................................................... 124

1.2.3.

Phylogénies par groupes de séquences...................................................................... 125

1.3. 2.

Révision du subgen. Sargassum sect. Acanthocarpicae.................................................. 95

Relations phylogénétiques avec d’autres membres des Sargassaceae........................... 129

Le sous-genre Sargassum dans le Pacifique............................................................................ 131 2.1.

Révision de la diversité spécifique et distribution dans les îles du Pacifique Est.......... 131

2.1.1.

Résumé en français.................................................................................................... 131

2.1.2.

Taxonomic revision of Sargassum (Fucales, Phaeophyceae) from French Polynesia based on morphological and molecular analyses....................................................... 132

2.2.

Révision de la diversité spécifique et distribution dans les îles du Pacifique Ouest ..... 156

2.2.1.


2.2.2.

Taxonomic revision and geographic distribution of subgenus Sargassum (Fucales, phaeophyceae) in the western and central Pacific islands based on morphological and molecular analyses..................................................................................................... 157

3.

Le genre Sargassum en Nouvelle-Calédonie .......................................................................... 182 3.1.

Révision de la diversité du genre Sargassum en Nouvelle Calédonie........................... 182

3.1.1.


3.1.2.

Taxonomic revision of Sargassum (Fucales, Phaeophyceae) from New Caledonia based on morphological and molecular analyses....................................................... 183

3.2.

Importance écologique du genre Sargassum en Nouvelle-Calédonie ........................... 221

3.2.1.


3.2.2.

Diversity, biomass and distribution pattern of Sargassum beds in the South West Lagoon of New Caledonia (South Pacific). ............................................................... 222

4.

Distribution géographique du genre Sargassum...................................................................... 239 4.1.

Distribution mondiale des espèces présentes dans le Pacifique Sud ............................. 239

4.2.

Aires de répartition des sections du sous-genre Sargassum .......................................... 240

Chapitre IV. Discussion .................................................................................................................... 247 1.

Le genre Sargassum en Nouvelle-Calédonie .......................................................................... 249 1.1.

Analyse de la diversité spécifique ................................................................................. 249

1.2.

Evaluation des populations du Lagon Sud-Ouest .......................................................... 249

8

Sommaire 1.3.

2.

Applications potentielles de l’étude............................................................................... 249

1.3.1.

Gestion environnementale, suivi des espèces............................................................ 249

1.3.2.

Valorisation économique........................................................................................... 250

Distribution et origine du genre Sargassum dans le Pacifique ................................................ 251 2.1.

Biodiversité dans les îles ............................................................................................... 252

2.2.

Mode de dispersion longue distance chez Sargassum ................................................... 254

2.3.

Circulation océanique contemporaine dans le Pacifique sud......................................... 256

2.4.

Théories de biogéographie dans le Pacifique ................................................................ 258

2.5.

Origine de la diversité du genre Sargassum en Nouvelle-Calédonie et dans le Pacifique Sud................................................................................................................................. 259

2.6. 3.

Révision de la diversité et de la classification du genre Sargassum........................................ 262 3.1.

Les contributions de la thèse à la révision de la diversité spécifique ............................ 262

3.2.

Contributions de la thèse à la révision de la classification ............................................ 262

3.2.1.

Phylogénie générale du genre Sargassum ................................................................. 263

3.2.2.

Sous-genre Sargassum .............................................................................................. 263

3.2.3.

Les sous-genres Bactrophycus et Artrophycus.......................................................... 269

3.2.4.

Les sous-genres Phyllotrichia et Schizophycus......................................................... 270

3.3.

4.

Zones de refuge lors du dernier maximum glaciaire ..................................................... 261

Notes taxonomiques sur 4 genres classés dans les Sargassaceae .................................. 271

3.3.1.

Anthophycus longifolius ............................................................................................ 271

3.3.2.

Cystoseira trinodis .................................................................................................... 272

3.3.3.

Sargassum fusiforme ................................................................................................. 272

3.3.4.

Nizamuddinia zanardinii ........................................................................................... 273

L’outil moléculaire ADN et l’analyse de la morphologie dans la taxonomie du genre Sargassum: apports et limites.................................................................................................. 273

Chapitre V. Conclusion et Perspectives........................................................................................... 281 1.

Conclusions ............................................................................................................................. 283

2.

Perspectives ............................................................................................................................. 284

Références bibliographiques ............................................................................................................ 287 Glossaire ............................................................................................................................................. 307 Annexes .............................................................................................................................................. 311 1.

Annexe I. Liste des spécimens types examinés....................................................................... 312

2.

Annexe II. Illustrations choisies de quelques spécimens types ............................................... 316

9

Sommaire 3.

Annexe III. Liste des séquences utilisées ................................................................................ 327

4.

Annexe IV. Phylogénies complémentaires.............................................................................. 332 4.1.

Annexe IV.A. Version développée de la Fig. III.5-A.................................................... 332

4.2.

Annexe IV.B. Version développée de la Fig. III.5-B et alignement des séquences ITS-2...

...................................................................................................................................................... 333 4.3.

Annexe IV.C. Version développée de la Fig. III.5-C .................................................... 341

4.4.

Annexe IV.D. Phylogénie complémentaire de la Fig. III.10 ......................................... 342

5.

Annexe V. Distribution mondiale par espèces ........................................................................ 342

6.

Annexe VI. Liste des synonymies proposées .......................................................................... 346

10

Liste des figures

LISTE DES FIGURES Chapitre I. Introduction Fig. I.1. Arbre de vie (Tree of Life) des eucaryotes ...............................................................................24 Fig. I.2. Position du genre Sargassum au sein des Phaeophyceae..........................................................25 Fig. I.3. Morphologie générale d’un thalle de sargasse..........................................................................28 Fig. I.4. Morphologie des feuilles ..........................................................................................................30 Fig. I.5. Morphologie des vésicules .......................................................................................................31 Fig. I.6. Morphologie des réceptacles ....................................................................................................31 Fig. I.7. Coupes transversales de réceptacles .........................................................................................32 Fig. I.8. Variabilité intra-spécifique de la morphologie des feuilles et des vésicules, exemple de Sargassum spinuligerum en Nouvelle-Calédonie ..................................................................................33 Fig. I.9. Carte de répartition mondiale des sous-genres du genre Sargassum d’après la littérature.......34 Fig. I.10. Situation géographique de la ZEE de Nouvelle-Calédonie, et des îles et récifs néocalédoniens .............................................................................................................................................60 Chapitre II. Matériel et Méthodes générales Fig. II.1. Origine géographique des collections disponibles pour le Pacifique ......................................67 Fig. II.2. Carte du lagon aux abords de Nouméa....................................................................................89 Fig. II.3. Illustration des méthodes du transect linéaire et du quadrat....................................................89 Fig. II.4. Méthodes du transect et du quadrat .........................................................................................90 Chapitre III. Résultats Fig. III.1. Arbre phylogénétique NJ construit à partir de l’alignement des séquences concaténées (ITS2 + RubisCo + cox3) dans le cadre de la révision de la section Acanthocarpicae ...............................109 Fig. III.2. Arbre phylogénétique NJ construit à partir de l’alignement des séquences ITS-2 dans le cadre de la révision de la section Acanthocarpicae .............................................................................110 Fig. III.3. Arbre phylogénétique NJ construit à partir de l’alignement des séquences RubisCO dans le cadre de la révision de la section Acanthocarpicae..............................................................................113 Fig. III.4. Vue synthétique des classifications traditionnelles et révisées du sous-genre Sargassum, section Acanthocarpicae ......................................................................................................................115 Fig. III.5. Phylogénies générales concaténées et par marqueur............................................................123 Fig. III.6. Phylogénie ciblée du groupe 1 (subgen. Sargassum sect. Sargassum et Zygocarpicae), marqueur ITS-2.....................................................................................................................................126 Fig. III.7. Phylogénie ciblée du groupe 1 (subgen. Sargassum sect. Sargassum et Zygocarpicae), marqueur RubisCO ...............................................................................................................................127

11

Liste des figures Fig. III.8. Phylogénie ciblée du groupe 4 (sous-genres Arthrophycus et Bactrophycus), marqueur ITS-2 ..............................................................................................................................................................128 Fig. III.9. Phylogénie ciblée du groupe 4 (sous-genres Arthrophycus et Bactrophycus), marqueur RubisCO ...............................................................................................................................................129 Fig. III.10. Relations phylogénétiques du genre Sargassum avec d’autres taxons des Sargassaceae ..130 Fig. III.11. Carte de Polynésie française ..............................................................................................134 Fig. III.12. Arbre phylogénétique construit à partir de l’alignement des séquences ITS-2 des taxons de Polynésie française ...............................................................................................................................144 Fig. III.13. Arbre phylogénétique construit à partir de l’alignement des séquences RubisCo des taxons de Polynésie française ..........................................................................................................................145 Fig. III.14. Arbre phylogénétique construit à partir de l’alignement des séquences concaténées (ITS-2+ RubisCo+ cox3) des taxons de Polynésie française..............................................................................146 Fig. III.15. Distribution des espèces de Polynésie française dans le Pacifique ....................................150 Fig. III.16. Illustration des variations morphologiques des trois espèces de Polynésie française ........151 Fig. III.17. Carte montrant les localités échantillonnées et la distribution géographique des espèces de Sargassum dans le Pacifique sud-ouest................................................................................................160 Fig. III.18. Arbre phylogénétique construit à partir de l’alignement des séquences ITS-2 des taxons du Pacifique sud-ouest...............................................................................................................................168 Fig. III.19. Arbre phylogénétique construit à partir de l’alignement des séquences RubisCo des taxons du Pacifique sud-ouest..........................................................................................................................170 Fig. III.20. Arbre phylogénétique construit à partir de l’alignement des séquences cox3 des taxons du Pacifique sud-ouest...............................................................................................................................171 Fig. III.21. Morphologie de Sargassum polyphyllum J. Agardh ..........................................................176 Fig. III.22. Morphologie de Sargassum polycystum C. Agardh ...........................................................177 Fig. III.23. Morphologie de Sargassum aquifolium (Turner) C. Agardh .............................................179 Fig. III.24. Morphologie de Sargassum ilicifolium (Turner) C. Agardh ..............................................180 Fig. III.25. Position géographique de la Nouvelle-Calédonie dans le Pacifique sud-ouest..................187 Fig. III.26. Arbre phylogénétique construit à partir de l’alignement des séquences concaténées (ITS-2+ RubisCo+ cox3) des taxons de Nouvelle-Calédonie ............................................................................190 Fig. III. 27. Morphologie des feuilles des taxons de Nouvelle-Calédonie ...........................................196 Fig. III.28. Morphologie des vésicules des taxons de Nouvelle-Calédonie .........................................197 Fig. III.28. Morphologie des réceptacles des taxons de Nouvelle-Calédonie ......................................197 Fig. III.28. Morphologie de Sargassum decurrens (R. Brown ex Turner) C. Agardh de NouvelleCalédonie..............................................................................................................................................198 Fig. III.31. Position géographique de la Nouvelle-Calédonie ..............................................................225 Fig. III.32. Méthodes de mesure du quadrat et du transect ..................................................................227 Fig. III.33. Distribution des algueraies à Sargassum du Lagon Sud-Ouest de Nouvelle-Calédonie....232

12

Liste des figures Fig. III.34. Variations saisonnières de la biomasse des algueraies du Lagon Sud-Ouest de NouvelleCalédonie..............................................................................................................................................234 Fig. III.35. Carte de distribution mondiale des taxons du genre Sargassum actuels durant la thèse pour les îles du Pacifique Sud.......................................................................................................................241 Fig. III.36. Carte de répartition mondiale non exhaustive des taxons de la section Sargassum (sousgenre Sargassum) des îles du Pacifique Sud ........................................................................................242 Fig. III.37. Carte de répartition mondiale non exhaustive des taxons de la section Binderianae (sousgenre Sargassum) des îles du Pacifique Sud ........................................................................................243 Fig. III.38. Carte de répartition mondiale non exhaustive des taxons de la section Polycystae (sousgenre Sargassum) des îles du Pacifique Sud ........................................................................................244 Fig. III.39. Carte de répartition mondiale non exhaustive des taxons de la section Ilicifoliae (sousgenre Sargassum) des îles du Pacifique Sud ........................................................................................245 Fig. III.40. Carte de répartition mondiale non exhaustive des taxons de la section Zygocarpicae (sousgenre Sargassum) des îles du Pacifique Sud ........................................................................................246 Chapitre IV. Discussion Fig. IV.1. Reconstitution du niveau marin depuis 450 000 ans............................................................253 Fig. IV.2. Courants de surface moyens observés pour la ZEE de Nouvelle-Calédonie .......................255 Fig. IV.3. Vents moyens autour de la Nouvelle-Calédonie..................................................................255 Fig. IV.4. Circulation océanique schématique à grande échelle dans le Pacifique ..............................257 Fig. IV.5. Circulation océanique moyenne de surface estimée à partir des données climatologiques CARS ...................................................................................................................................................257 Fig. IV.6. Synthèse phylogénétique de l’historique taxonomique des taxons actuels inclus dans les analyses ITS-2 et RubisCo....................................................................................................................264

13

Liste des tableaux

LISTE DES TABLEAUX Chapitre I. Introduction Tableau I.1. Définition des termes employés pour décrire les différents types de réceptacles ..............32 Tableau I.2. Synthèse bibliographique de la classification du genre Sargassum avant la thèse ............39 Tableau I.3. Clef d’identification des sous-divisions du genre Sargassum avant la thèse .....................43 Tableau I.4. Diversité faunistique et floristique marines de Nouvelle-Calédonie..................................61 Chapitre II. Matériel et Méthodes Tableau II.1. Marqueurs génétiques et des amorces PCR testés, au cours de la thèse ...........................73 Chapitre III. Résultats Tableau III.1. Synthèse de la classification traditionnelle de la section Acanthocarpicae.....................98 Tableau III.2. Détail des séquences utilisées dans le cadre de la révision de la section Acanthocarpicae ..............................................................................................................................................................100 Tableau III.3. Nomenclature et données taxonomiques relatives aux taxons de la section Acanthocarpicae recensés dans la littérature pour les îles du Pacifique intertropical..........................102 Tableau III.4. Description morphologique des quatre taxons identifiés dans la section Acanthocarpicae pour les îles du Pacifique intertropical .................................................................................................107 Tableau III.5. Nombre de séquences et de taxons correspondant publiés sur la GenBank pour le genre Sargassum et pour les trois marqueurs étudiés au cours de la thèse ....................................................122 Tableau III.6. Liste des séquences identiques non reportées sur la Fig. III.6.......................................126 Tableau III.7. Liste des abréviations et des localités correspondantes utilisées pour désigner l’origine géographique des taxons ......................................................................................................................127 Tableau III.8. Liste des séquences identiques non reportées sur la Fig. III.7.......................................127 Tableau III.9. Liste des séquences identiques non reportées sur la Fig. III.8.......................................128 Tableau III.10. Taxons inclus dans les analyses phylogénétiques des taxons de Polynésie française ....... ..............................................................................................................................................................136 Tableau III.11. Liste des amorces PCR utilisées dans l’étude des taxons de Polynésie française .......137 Tableau III.12. Taxons listés dans la littérature disponible pour la Polynésie française......................139 Tableau III.13. Liste des spécimens des collections disponibles pour la Polynésie française et les régions voisines étudiées ......................................................................................................................140 Tableau III.14. Description des morphotypes identifiés en Polynésie française..................................142 Tableau III.15. Synonymies proposées pour les espèces de Polynésie française.................................147 Tableau III.16. Taxons listés dans la littérature disponible pour les régions du Pacifique sud-ouest ........ ..............................................................................................................................................................162

14

Liste des tableaux Tableau III.17. Spécimens types supplémentaires considérés dans l’étude des taxons du Pacifique sudouest .....................................................................................................................................................165 Tableau III.18. Taxons inclus dans les analyses phylogénétiques des flores de Sargassum du Pacifique sud-ouest et références Genbank ..........................................................................................................167 Tableau III.19. Synonimies proposées dans le cadre de la révision des taxons de Nouvelle-Calédonie ... ..............................................................................................................................................................188 Tableau III.20. Morphologie des taxons de Nouvelle-Calédonie.........................................................192 Tableau III.21. Affinités biogéographiques des espèces de Nouvelle-Calédonie ................................201 Tableau III.22. Description des habitats et surfaces de recouvrement des espèces de Sargassaceae constituant les algueraies du Lagon Sud-Ouest de Nouvelle-Calédonie ..............................................226 Tableau III.23. Surfaces et biomasses estimées de chacune des algueraies étudiées ...........................231 Tableau III.24. Biomasse saisonnière moyenne par espèce et par algueraies du Lagon Sud-Ouest de Nouvelle-Calédonie..............................................................................................................................231 Tableau III.25. Biomasse moyenne et écarts-types en saisons chaude et froide ..................................235 Tableau III.29. Régressions linéaires entre la biomasse et la surface de recouvrement des algueraies du Lagon Sud-Ouest de Nouvelle-Calédonie ............................................................................................235 Chapitre IV. Discussion Tableau IV.1. Nombre d’épithètes de Sargassum listés dans la littérature et nombre de taxons actuels après révision taxonomique pour les îles du Pacifique Sud étudiées au cours de la thèse ...................262 Tableau IV.2. Abréviations utilisées dans la Fig. IV.6.........................................................................265 Tableau IV.3. Références bibliographiques utilisées dans la Fig. IV.6................................................265 Tableau IV.4. Synthèse bibliographique de la classification du genre Sargassum après la thèse........276 Tableau IV.5. Clef d’identification des sous-divisions du genre Sargassum après la thèse ................279

15

Avant-propos

AVANT-PROPOS 1.

Contexte institutionnel

Les travaux de recherche qui ont conduit à cette thèse ont été effectués à l’Institut de recherche pour le Développement (IRD) à Nouméa dans l’équipe Biogéographie tropicale marine rattachée à l’Unité Mixte de Recherche 7138 Systématique, Evolution, Adaptation, sous la direction de Claude Payri (professeur des universités, en détachement à l’IRD) et de Marc Verlaque (chargé de recherche dans l’UMR6540 DIMAR, COM). L’université de rattachement est l’Université d’Aix-Marseille II, école doctorale Environnement Marin. Les travaux ont également été suivis par un comité de thèse composé de C. Payri, M. Verlaque, V. Stiger-Pouvreau (Maître de conférences, à l’Université de Bretagne Occidentale, Brest IUEM, LEBHAM EA 3877) et P. Borsa (Charge de recherche à l’IRD, UR128 CoRéUs, Nouméa). La thèse a été financée principalement par un Prix d’Encouragement à la Recherche de la Province Sud de Nouvelle-Calédonie, bourse d’étude attribuée pour la période de la thèse, par le Ministère de l’Outre Mer et l’UMR7138. Ont également contribué financièrement à la thèse,

le programme

d’évaluation des ressources marines ZoNéCo (Zone Economique Exclusive de Nouvelle-Calédonie) via l’Agence de développement économique de la Nouvelle-Calédonie (Adécal), l’UMR6540, et l’ambassade de France à Suva. Plusieurs rapports d’activité et compte-rendus ont été régulièrement produits conformément aux termes de référence des diverses aides financières reçues (Mattio 2006a, 2006b, Payri et al. 2006, Mattio et Payri 2007, Mattio 2007).

2.

Formations, missions, congrès

Grâce à cette thèse, j’ai pu assister à plusieurs formations dont un module du DEA Biosciences de l’environnement chimie et santé validé au début de la thèse (module statistique spatiale), des formations Photoshop/Illustrator et Espagnol à l’IRD de Nouméa, et une formation de plongée sousmarine professionnelle pour l’obtention du Certificat d’Aptitude à l’Hyperbarie classe IB au Centre d’Océanologie de Marseille (COM) en septembre 2006. J’ai effectué plusieurs séjours scientifiques dans des Muséums pour l’examen de collections de Sargassum (Paris, France: PC, Lund, Suède: LD, Copenhague, Danemark: C, Suva, Fidji: SUVA-A), participé à des campagnes de récolte et d’observation sur le terrain en Nouvelle-Caléodonie (sortie à la journée ou campagne embarquée ‘BIODIP’à Bord du NO. ALIS), au Vanuatu (Expédition ‘Santo 2006’) et à Fidji (en collaboration avec les ‘Marine Studies’ de l’Université du Pacifique Sud à Suva). Au cours de cette thèse j’ai également participé à plusieurs « Doctoriales » à Nouméa (Université de Nouvelle-Calédonie et Université de Polynésie française) en donnant des communications orales, au

16

Avant-propos congrès des doctorants de Marseille en avril 2006 (communication par voie d’affiche),

à

l’Evolutionary Biology Meeting (EMB) de Marseille en octobre 2006 (communication par voie d’affiche), au Forum BIODEC (Biodiversité des Ecosystèmes Coralliens) organisé à Nouméa en novembre 2006 (communication par voie d’affiche), au XIXth International Seaweed Symposium de Kobe au Japon en avril 2007 (communication orale). J’ai également donné plusieurs séminaires concernant le genre Sargassum à Fidji et concernant la Flore terrestre endémique de NouvelleCalédonie à Lund en Suède. Enfin, j’ai participé à l’encadrement d’élèves de lycée dans le cadre des activités du Club Jeune IRD à Nouméa et animé des ateliers de sensibilisation à la flore marine dans le cadre des Journées de la Fête de la Science à l’IRD de Nouméa.

3.

Organisation du manuscrit

Ce manuscrit est organisé selon le format traditionnel d’une thèse et comprend un chapitre Introduction générale, un chapitre Matériel et Méthodes, un chapitre Résultats, un chapitre Discussion et un chapitre Conclusion et Perspectives, ils sont suivi par les Références bibliographiques et les Annexes. Le chapitre Résultats est composé de quatre parties comprenant cinq manuscrits (rédigés en langue anglaise) publiés, sous-presse, acceptés avec révision ou soumis, ainsi que des résultats supplémentaires non publiés.

17

18

Chapitre I. Introduction générale

CHAPITRE I INTRODUCTION GENERALE

19


20

Chapitre I. Introduction générale Prologue Sargassum C. Agardh est un genre appartenant aux Phaeophyceae (« algues brunes ») décrit par C. Agardh en 1820. Ce genre est réparti mondialement et reconnu comme un des plus diversifiés de l’ordre des Fucales. Il est particulièrement bien représenté dans le Pacifique tropical et intertropical où il forme de grandes algueraies structurant un habitat essentiel pour de nombreux animaux et macro- ou micro-phytes. Certaines espèces représentent un intérêt économique, en particulier dans les pays asiatiques où elles sont exploitées par les industries agro-alimentaire, textile, cosmétique et pharmaceutique. Néanmoins, avec près d’un millier de taxons décrits depuis 200 ans, identifier une espèce de Sargassum est une tâche souvent difficile. Le genre repose sur une classification complexe et ancienne que plusieurs auteurs recommandent fortement de réviser. La Nouvelle-Calédonie est répertoriée comme un des « hot-spots » de la biodiversité du genre Sargassum, pourtant les listes d’espèces disponibles pour cette région sont une compilation de travaux anciens et restreints géographiquement. La situation est comparable dans les régions voisines. Le but principal de la thèse était de rééxaminer la diversité du genre Sargassum en NouvelleCalédonie dans son contexte biogéographique indopacifique,

en révisant en profondeur la

taxonomie par une double approche morphologique et moléculaire.

1.

Cadre conceptuel 1.1.

Pourquoi une étude taxonomique ?

La taxonomie est la science qui permet de décrire, nommer et classer les organismes vivants; elle est essentielle à l’inventaire et à la compréhension de la biodiversité. Elle représente un outil indispensable à toute étude systématique et phylogénétique dont le but est d’organiser les organismes vivants en groupes cohérents et de comprendre les relations évolutives entre chacun de ces groupes. Connaître et décrire les organismes suffisamment en détails est nécessaire afin (i) de pouvoir les identifier et les classer correctement, (ii) d’étudier leur biologie et leur écologie, et de comprendre leur distribution géographique, (iii) d’évaluer les points chauds de biodiversité et définir les régions d’intérêt pour la conservation, mais également (iv) de sélectionner les espèces présentant un intérêt économique. Une identification incorrecte entraîne des erreurs sur la quantification de la biodiversité, la description des patrons de distribution des espèces, la description des processus biologiques et écologiques, la définition des zones de conservation, ou enfin une mauvaise sélection de l’espèce renfermant la molécule à exploiter.

21

Chapitre I. Introduction générale 1.2.

Pourquoi les sargasses ?

Il existe selon moi trois raisons principales d’étudier le genre Sargassum C. Agardh: (i) son intérêt en tant que modèle taxonomique, (ii) son importance écologique, et (iii) son potentiel économique. Les sargasses appartiennent à l’ordre des Fucales qui est un des plus diversifiés de la classe des Phaeophyceae (« algues brunes »). Avec prés de 1000 taxons décrits (Guiry et Guiry 2008), Sargassum représente le genre le plus riche de l’ordre des Fucales. Néanmoins, la taxonomie du genre Sargassum est mal connue. Les espèces sont très polymorphes et les identifier est souvent complexe et hasardeux. La systématique du genre est ambigüe et nécessite d’être profondément révisée (Abbott 1992, Stiger et al. 2003, Phillips et al. 2005). Les difficultés taxonomiques et les récentes remises en question de la classification traditionnelle font du genre Sargassum un genre particulièrement intéressant d’un point de vue systématique et représentent un défi dans la recherche de caractères discriminants. Par ailleurs, les sargasses structurent un des habitats benthiques majeurs des régions tropicales et intertropicales à l’instar des forêts de Fucales et de laminaires des régions tempérées (Kilar et al. 1992). Elles jouent un rôle important voire essentiel dans le cycle de vie de différentes espèces marines (nurseries, nourriture, habitat, refuge). Connaître la diversité spécifique de ces algueraies, leur étendue et leur biomasse est indispensable pour les gestionnaires des espaces naturels. Enfin, les sargasses constituent un revenu économique non négligeable dans plusieurs pays asiatiques où certaines espèces sont exploitées pour les industries textile et agroalimentaire (Prud’homme van Reine 2002) ou consommées directement (ex. S. fusiforme). De nombreuses études ont également montré la présence chez certaines espèces, de molécules actives qui intéressent les industries cosmétique et pharmaceutique (Smit 2004). Il est alors important de savoir identifier et localiser précisément les espèces d’intérêt. 1.3.

Pourquoi la Nouvelle-Calédonie et les îles du Pacifique Sud?

Le genre Sargassum est très largement distribué et diversifié dans les régions de l’Indo-Pacifique, notamment dans le Pacifique ouest. La Nouvelle-Calédonie offre une grande variété d’habitats récifaux, lagonaires et côtiers, abritant une importante biodiversité (Payri et Richer de Forges 2007). Sa position géographique particulière, à la limite entre la zone intertropicale et tempérée et intermédiaire entre la côte Pacifique de l’Australie (influence continentale) et les îles coralliennes du Pacifique (influence océanique), fait de la Nouvelle-Calédonie un site privilégié pour l’étude de la distribution des espèces marines en général et des sargasses en particulier. Plus de 45 taxons appartenant au genre Sargassum ont été signalés en Nouvelle-Calédonie. Il s’agit néanmoins d’études anciennes, basées sur des collections fragmentaires et géographiquement limitées, ne représentant sans doute qu’une partie de la diversité réelle du genre dans la région. La nécessité de réviser ces listes

22

Chapitre I. Introduction générale d’espèces et d’élargir l’investigation à d’autres sites est évidente et indispensable à l’inventaire de la biodiversité de la région. La Nouvelle-Calédonie est reconnue comme un des points chauds de la biodiversité (Myers et al. 2000) et appartient à la province biogéographique Indopacifique dont le centre de plus forte diversité spécifique ce situe dans le triangle Philippines, Malaisie Salomon. Dans l’océan Pacifique la richesse spécifique de la plupart des groupes biologiques suit un gradient décroissant d’ouest en est (Véron 1995, Palumbi 1997). Cette règle s’applique également au genre Sargassum (Phillips 1995). Plusieurs hypothèses ont été émises pour expliquer les patrons de distribution des espèces de Sargassum le long de ce gradient (Phillips 1995). Cependant, les listes d’espèces disponibles pour les îles du Pacifique sud sont à l’image de celles disponibles pour la Nouvelle-Calédonie et doivent être révisées avant qu’une description précise de leur distribution géographique ne puisse être proposée et discutée.

2.

Présentation du genre Sargassum 2.1.

Place des sargasses dans l’arbre du vivant.

De par leur couleur brune et leur habitat aquatique, les sargasses ont longtemps été attribuées à un groupe appelé « algues brunes ». De récentes études ont montré que les organismes traditionnellement appelés « algues rouges » et « algues vertes » appartiennent au règne des Plantae alors que ceux traditionnellement appelés « algues brunes » appartiennent au règne des Chromalvéolées (Keeling 2005, Fig. I.1). L’ensemble est polyphylétique et le terme « algue » n’a donc aucun sens phylogénétique (Reviers 2002). Néanmoins, ce terme est toujours couramment employé pour des raisons évidentes de compréhension, à la fois par le vulgum populéum mais aussi par les scientifiques de la discipline. En l’absence d’autre terme approprié, le terme « algue » est utilisé ici pour désigner l’ensemble des organismes inféodés aux zones humides, le plus souvent photosynthétiques, possédant de la chlorophylle a, traditionnellement inclus au sein des Rhodophyceae, Chlorophyceae et Phaeophyceae et étudiés par des phycologues (Reviers 2002). Les Phaeophyceae constituent un ensemble monophylétique appartenant au règne des Chromalveolata (Keeling 2005), l’infra-règne des Heterokonta (aussi appelé Stramenopiles) et l’embranchement des Ochrophyta (Fig. I.1). Au sein des Phaeophyceae, le genre Sargassum appartient à l’ordre des Fucales et à la famille des Sargassaceae (Rousseau et al. 2001, Cho et al. 2006, Phillips et al. 2008a, b) (Fig. I.2). La classification des sargasses dans l’arbre du vivant est donc le suivant: Empire: Eukaryota / Règne: Chromalveolata/ Sous règne: Chromobiota / Infra règne: Heterokonta (Stramenopiles)/ Phylum: Ochrophyta / Classe: Phaeophyceae / Ordre: Fucales / Famille: Sargassaceae / Genre: Sargassum. Enfin le genre Sargassum est couramment divisé en quatre sous-genres (Arthrophycus J. Agardh, Bactrophycus J. Agardh, Sargassum et Phyllotrichia (Areschoug) J. Agardh) (J. Agardh

23

Chapitre I. Introduction générale 1889) eux même encore sous-divisés en plusieurs sections, sous-sections, séries et groupes d’espèces (cf. chapitre I.3.4).

Fig. I.1. Arbre de vie (Tree of Life) des eucaryotes montrant la position des Phaeophyceae, proposé par Keeling et al. (2005) sur la base de phylogénies moléculaires et autres caractères moléculaires, ainsi que des données morphologiques et biochimiques. Sur cette figure, les Phaeophyceae (Phaeophytes) appartiennent aux Stramenopiles positionnées au sein du supergroupe des Chromalveolées (Chromalveolates).

24


Fig. I.2. Position du genre Sargassum au sein des Phaeophyceae, d’après une reconstruction phylogénétique Bayésienne basée sur l’alignement de séquences rbcL représentant les ordres et familles de la classe des Phaeophyceae (d’aprés Phillips et al. 2008b). A, Ascoseirales; D, Desmarestiales; Du, Durvillaeaceae; E, Ectocarpales; F, Fucales; i, incertae sedis; H, Himanthaliaceae; L, Laminariales; N, Notheiaceae; Ne, Nemodermatales; O, Onslowiales; R, Ralfsiales; S, Sargassaceae; Sc, Scytothamnales; Se, Seirococcaceae; Sp, Sporochnales; Spc, Spacelariales; Sy, Syringodermatales; T, Tilopteridales.

25


Biologie et écologie 2.2.1.

Mode de vie et reproduction

Les espèces du genre Sargassum sont pérennes, ce sont soit des hémiphanérophytes, soit des hémicryptophytes sensu Feldmann (1937), c’est-à-dire que seule une partie de la plante est pérenne. Il s’agit du système de fixation, dans le cas des hémicryptophytes, et de(s) axe(s) principal(ux) avec ou sans une partie des rameaux, dans le cas des hémiphanérophytes. A la saison suivante, la plante régénère la fraction perdue. Le cycle de vie du genre Sargassum est digénétique haplodiplontique. Les individus adultes sont monoïques ou dioïques, ce sont des sporophytes (2n chromosomes) qui produisent des organes reproducteurs spécialisés appelés réceptacles. Chaque réceptacle contient de nombreux conceptacles qui abritent les organes reproducteurs mâles ou anthéridies (producteurs de gamètes mâles ou anthérozoïdes ou spermatozoïdes) et/ou les organes reproducteurs femelles ou oogones (producteurs de gamètes femelles ou oosphères). Plusieurs oogones sont produites par conceptacle femelle. Le noyau de chaque oogone se divise trois fois pour produire 8 oosphères à n chromosomes, 7 d’entre elles dégénèrent après la fécondation (Chapman et Chapman, 1973). Les oosphères sont ensuite libérées par rupture de la paroi cellulaire des oogones (Bold et Wynne, 1978). De nombreuses anthéridies se développent dans un conceptacle mâle. Chaque anthéridie produit généralement 64 anthérozoïdes biflagellés qui sont libérés dans le milieu. Ils se déplacent par chimiotactisme, attirés par les substances excrétées par les oosphères (Brawley et Johnson 1992; Maier et al. 1992; Maier et Clayton 1993). Après fécondation, les zygotes se forment à la surface des réceptacles (Yoshida, 1983). Les zygotes germent pour donner des plantules portant 8 à 16 rhizoïdes, qui une fois libérées, sédimentent rapidement et se fixent à un substrat dur dans un rayon d’environ un mètre du thalle parental (Stiger et Payri 1999a, b). De rares cas de multiplication végétative ont été recensés pour des espèces du sous-genre Sargassum. C’est le cas de S. stolonifolium (= S. plagiophyllum) qui produit en milieu battu des rameaux rampant analogues à des stolons. Ces rameaux stolonifères produisent des crampons secondaires, à partir desquels de nouveaux thalles se développent (Phang et Yoshida 1997). Sargassum natans (= S. bacciferum), espèce structurant l’écosystème pélagique connu sous le nom de « Mer des Sargasses », se multiplie également de façon végétative par fragmentation (Bøergesen 1914; Farlow 1914 et Kilar et al. 1992). 2.2.2.

Habitat

En milieu tropical ou intertropical, les sargasses peuvent coloniser une grande diversité d’habitats depuis la zone intertidale côtière jusqu’au récif-barrière. Dans les écosystèmes coralliens du Pacifique, elles forment des populations denses ou éparses sur les platiers côtiers, sur les platiers frangeants d’îlots, sur les fonds de lagon jusqu’à 30 m de profondeur, et sur le récif-barrière jusqu’à plus de cinquante de mètres de fond (- 56 m dans le cas de S. turbinarioides à l’Ile des Pins, Nouvelle-

26

Chapitre I. Introduction générale Calédonie). Sargassum hawaiiensis a été décrite à partir de spécimens collectés dans des dragages effectués à plus de 200 m de fond, néanmoins ces spécimens pourraient être des individus en épave provenant de récifs moins profonds (De Wreede et Jones 1973). Les sargasses se développent sur tous types de substrats durs: des fonds rocheux plus ou moins ensablés ou envasés, des fonds détritiques, dans les anfractuosités des récifs et sur les enrochements artificiels. 2.2.3.

Variations saisonnières

La diversité des données publiées montre que les maxima et minima de biomasse varient avec les espèces et les régions considérées (Hurtado et Ragaza 1999, Cordero 1981). D’après De Wreede (1976) et McCourt (1984), les espèces des régions intertropicales et subtropicales présentent généralement un pic d’abondance pendant la saison froide et un minimum pendant la saison chaude. Cette tendance a été confirmée par Stiger et Payri (1999a, b) pour les espèces de Polynésie française où les valeurs de biomasse les plus fortes sont observées durant la saison froide australe (avril à octobre) et les plus faibles durant la saison chaude australe (novembre à mars). L’inverse a toutefois été observé aux Antilles pour S. polyceratium avec des densités et des tailles d’individus corrélées positivement avec la température (De Ruyter van Steveninck et Breeman 1987). 2.2.4.

Mode de dispersion

Il existe deux modes de dispersion chez Sargassum: une dispersion marginale (ou à courte distance) et une dispersion à longue distance. Stiger et Payri (1999b) ont estimé que le rayon de dispersion des zygotes autour des spécimens adultes n’excédait généralement pas 1 m. L’installation des nouvelles recrues semble toutefois influencée par le sens du courant au moment de la libération des zygotes (Norton et Fetter 1981, Stiger et Payri 1999a, b). Cette dispersion relativement limitée contraste avec la large répartition des espèces du genre dans le monde. D’après Deysher et Norton (1982), la dérive de rameaux fertiles de Sargassum muticum serait responsable de la dispersion à longue distance de cette espèce. Des rameaux ou des individus entiers peuvent être arrachés au récif et ainsi dériver sur de longues distances grâce à la présence des vésicules aérifères sur les rameaux secondaires. Des auteurs on rapporté que des espèces du genre Sargassum pourraient dériver sur des distances de 600 à 900 km (voir Norton 1992 pour une revue) voire même 7 000 km (Van den Hoek 1987). Des fragments fertiles pourraient libérer des zygotes à leur arrivée dans une nouvelle localité, et des individus non-fertiles pourraient le devenir en cours de route. Les travaux de Stiger et Payri (2001) ont montré que des individus ou des fragments dérivant de Turbinaria ornata, genre frère de Sargassum, peuvent rester fertiles pendant plusieurs semaines. Cette hypothèse a été avancée pour expliquer l’extension depuis les années 85 de l’aire de répartition de T. ornata en Polynésie française (Payri et N’Yeurt 1997, Stiger et Payri 1999a, b, Martinez et al. 2007).

27


Fig. I.3. Morphologie générale d’un thalle de sargasse (ici Sargassum spinuligerum) montrant un crampon (C), des axes principaux (Ap), des rameaux primaires (A1), des rameaux secondaires (A2), des rameaux foliacés ou feuilles (F), des vésicules (V) et des réceptacles (R).

28


Diversité morphologique

Le genre Sargassum est le groupe le plus différencié des Fucales (Yoshida 1983). Il est caractérisé par un appareil végétatif qui se compose d’un appareil de fixation (crampon), d’un ou plusieurs axes principaux et de ramifications de plusieurs ordres dont les terminales peuvent être différenciées en appendices foliacés ou ‘feuilles’, en vésicules aérifères ou aérocystes et en réceptacles (organes reproducteurs) (Fig. I.3). Le thalle peut être d’allure générale allongée, étoffée ou trapue, il peut mesurer quelques centimètres dans les zones battues et jusqu’à 2 m de haut dans les zones calmes. Des individus de S. muticum ont montré des thalles atteignant 8 à10 m de long (Jupin 1989). Le crampon est discoïde, conique ou rhizoïdal et ne pénètre pas le substrat. Les axes principaux pérennes sont cylindriques ou aplatis et courts, ils portent les cicatrices des rameaux caducs. Les rameaux primaires sont lisses ou épineux, de section ronde ou aplatie, et ramifiés de façon distique ou alterne. Chez certaines espèces, des rameaux primaires peuvent être différenciés en rameaux rampant analogue à des stonlon et portant des haptères (= crampons) secondaires. La forme des feuilles est très diversifiée (Fig. I.4). Elles peuvent être simples, bifides ou divisées de nombreuses fois, rondes, spatulées, turbinées, lancéolées, ovales ou linéaires ou de toutes formes intermédiaires. La base des feuilles est ronde ou atténuée, symétrique ou non. Le pédoncule est inexistant ou de longueur variable, cylindrique ou aplati, épineux ou lisse. La marge de la feuille peut être inerme (= lisse), finement sérrulée (= finement denté) ou profondément dentée, elle peut être simple ou dédoublée. La nervure peut être courte et épaisse ou plus fine et atteindre l’apex, lequel peut être pointu, arrondi ou tronqué, simple ou avec une dépression (= « cup-shaped »). Les cryptostomates (= cryptes pilifères), de taille et de nombre variables, sont dispersés sur la surface de la feuille ou alignés en un ou plusieurs rangs de chaque côté de la nervure. Les vésicules aérifères (= aérocystes) peuvent être sphériques, ovales ou très allongées; elles sont mutiques (= lisses) ou surmontées d’un mucron fin ou foliacé, de pointes latérales (= « ear-like spines ») ou d’une expansion en couronne. Les vésicules sont portées par un pédoncule (= « petiole » ou « pedicel ») de taille variable, cylindrique, aplati ou foliacé (Fig. I.5). Chez certaines espèces, les vésicules peuvent apparaître dans la partie médiane d’une feuille, elles sont alors appelées phyllocystes. Les réceptacles sont solitaires ou en bouquets, simples, ramifiés, pourvus ou non de vésicules et de feuilles de taille réduite (= réceptacles mixtes), lancéolés ou linéaires, lisses ou épineux, de section ronde ou aplatie. Les réceptacles sont dits zygocarpiques, acanthocarpiques ou malacocarpiques, qualifiés de carpophylles ou pseudocarpophylles, disposés en cymes, en racèmes ou en glomérules (Tableau I.1). Dans le cas d’une espèce dioïque, un dimorphisme mâle/femelle peut être présent avec des réceptacles mâles souvent élancés et des réceptacles femelles plus courts et trapus (Fig. I.6 et I.7). Le dimorphisme sexuel peut concerner l’ensemble du thalle.

29


Fig. I.4. Morphologie des feuilles (sous-genre Sargassum). Formes: simple (ex. c, m, u), bifide (ex. e), trifide (ex. a, p), divisée plusieurs fois (ex. o, q, r); ronde (ex. k), spatulée (ex. s, x, y), turbinée (ex. t), lancéolée (ex. b, c), ovale (ex. h), oblongue (ex. f, j, w), linéaire (ex. n, v); ondulée (ex. a, j , w) ou droite en vue latérale (ex. n, v, x). Base ronde (ex. a, k) ou atténuée (ex. e, n, x), symétrique (ex. v, x) ou asymétrique (ex. p, s, z). Marge inerme (ex. e, v), finement sérrulée (ex. d, p, w), profondément dentée (ex. u, x, y); simple (ex. c, n, w), dédoublée (ex. t, y). Apex pointu (ex. c, v), arrondi (ex. f, j, s); simple (ex. d, m) ou avec une dépression (ex. j, k).

30


Fig. I.5. Morphologie des vésicules (sous-genre Sargassum). Vésicule sphérique (ex. h, n, s), ovale (ex. c, t, v); mutique (ex. e, k, p), surmontée d’un mucron fin (ex. c, o, q), formant deux pointes latérales (ex. m), foliacé (ex., d, r), expansion en couronne (ex. t). Pédoncule de taille variable cylindrique (ex. g, m, q), aplati (ex. v, x) ou foliacé (ex. a, c, u).

Fig. I.6. Morphologie des réceptacles (sous-genres Sargassum et Phyllotrichia). Réceptacle lancéolé (ex. f, q) ou linéaire (ex. a, k), lisse (ex. a, l) ou épineux (ex. c, g, p), section ronde (ex. b, o) ou aplatie (ex. e, p); arrangées en cyme (ex. a, h, o), en racème (ex. q) ou en glomérule (ex. i, j). Réceptacles zygocarpiques (ex. m, f), acanthocarpiques (ex. h, i, p) ou malacocarpiques (ex. a, k, o). Exemple de dimorphisme sexuel mâle/femelle (k/l, m/n, o/p).

31

Chapitre I. Introduction générale Tableau I.1. Définition des termes employés pour décrire les différents types de réceptacles. Acanthocarpique Carpophylle Cyme Glomérule Malacocarpique Panicule Pseudocarpophylle Racème Zygocarpique

Du grec akanta (=«épine, piquant ») et carpo (= « fruit »). Organes reproducteurs portant des épines. Du greg carpo (= « fruit ») et pullon (= « feuille »). Organes reproducteurs portant des feuilles. Du latin cymosus (= « riche en pousses »). Organes reproducteurs simples définis (ou sympodiaux), aplatis ou arrondis, en panicules. Du latin glomerulus (= « en peloton »). Organes reproducteurs en petits amas denses. Du grec malakos (=«molesse, mou ») et carpo (= « fruit »). Organes reproducteurs dont l’aspect peut être qualifié de mou ou verruqueux. Organes reproducteurs composés, formant une ou plusieurs grappes sur un axe simple. Du greg pseudés (= « faux, mensonger »), carpo (= « fruit ») et pullon (= « feuille »). Faux organes reproducteurs carpophylles. Du latin racemosus (= « en grappe »). Organes reproducteurs non branchées regroupées en grappes. Du greg zygon (= « attelage, paire ») et carpo (= « fruit »). Organes reproducteurs associés à des feuilles ou des vésicules de taille réduite.

Fig. I.7. Coupes transversales de réceptacles (x100) montrant (A) un réceptacle bisexuel avec des conceptacles contenant anthéridies et oogones, (B) un réceptacle femelle avec des conceptacles contenant uniquement des oogones et (C) un réceptacle mâle avec des conceptacles contenant uniquement des anthéridies.

Ces caractères morphologiques peuvent présenter une forte plasticité morphologique intra-spécifique, soit entre différentes populations (Fig. I.8), ou au sein d’une même population ou sur un même individu. Kilar et Hannisak (1989) ont distingué 47 morphotypes dans une seule population de S. polyceratium en Floride. Ils ont également noté un certain nombre de variations morphologiques en fonction des saisons, du type d’habitat et du mouvement des eaux. Dans un article de synthèse sur la variabilité phénotypique du genre Sargassum, Kilar et al. (1992) soulignent l’influence des conditions environnementales, de l’âge et de la période de reproduction sur la taille, la forme et l’aspect des feuilles. Selon ces auteurs, les caractères morphologiques d’une espèce peuvent présenter des variations temporelles et spatiales (environnementales et géographiques), à l’échelle des individus (intra-individuelles) et à l’échelle des populations (inter-individuelles).

32


Fig. I.8. Variabilité intra-spécifique de la morphologie des feuilles et des vésicules, exemple de Sargassum spinuligerum en Nouvelle-Calédonie, d’après Mattio 2006a.

2.4.

Répartition géographique

Les premières études sur la distribution géographique des sargasses datent des années 30 avec les travaux de Okamura (1932) et Setchell (1935a, b). Okamura (1932) recense 175 espèces de sargasses et trouve une diversité spécifique maximale dans l’archipel malais et en Australasie. Setchell (1935a, b) recense environ 200 espèces de sargasses distribuées dans les régions intertropicales et subtropicales de tous les océans du monde. Cette répartition a depuis été confirmée par plusieurs auteurs (Yoshida 1989b, Guiry et Guiry 2008) (Fig. I.9) et Sargassum est reconnue comme un des genres les plus communs des régions intertropicales du Pacifique (Nizamuddin 1962, Phillips 1995). Le genre est présent dans la plupart des îles du Pacifique et montre une diversité spécifique croissante d’est en ouest. La Nouvelle-Calédonie, l’Australie, l’Indonésie, la Malaisie, les Philippines, la Chine et le Japon sont reconnus comme les régions du Pacifique abritant la plus grande diversité de taxons (Phillips 1995). D’après le travail bibliographique de Phillips (1995), les sous-genres les moins diversifiés seraient Arthrophycus et Phyllotrichia avec respectivement 7 et 15 espèces restreintes au Pacifique ouest précisément en Nouvelle-Zélande, en Australie, en Nouvelle-Calédonie et aux Philippines. Le sous-genre Bactrophycus, plus riche, serait concentré dans l’hémisphère nord en Asie du sud-est principalement, alors que le sous-genre Arthrophycus serait restreint à l’hémisphère sud (Setchell 1935a, Yoshida 1983). Le sous-genre Sargassum est de loin le sous-genre le plus riche et le plus largement distribué avec 110 espèces dans le Pacifique (Phillips 1995). Toujours selon Phillips (1995), le taux d’endémisme du sous-genre Sargassum dans le Pacifique s’élèverait à 60%. Ce résultat contraste avec la large aire de répartition du sous-genre dans le Pacifique. D’ailleurs Phillips (1995) souligne que les régions les plus riches en espèces présentent un taux d’endémisme inférieur aux régions montrant une faible diversité spécifique. A Hawaii, aux îles

33


Galápagos et en Polynésie française par exemple, Phillips (1995) recense une diversité faible mais un taux d’endémisme proche de 100%. D’après l’auteur, ces résultats s’accordent avec le modèle de vorticité proposé par Jokiel et Martellini (1992) pour expliquer la répartition biogéographique des coraux. Le modèle de vorticité suggère que la diversité est accumulée à l’ouest du Pacifique sous l’influence des courants océaniques, alors qu’elle est atténuée à l’est par l’isolement géographique de ces îles (faible connectivité avec les autres régions) (Ladd 1960). D’après Phillips (1995), les courants du Pacifique et les modèles de biogéographie de dispersion et de vorticité suggèrent une dispersion d’est en ouest à travers le Pacifique, la baie de Californie représentant le point d’origine potentiel du sous-genre Sargassum, et l’Australie un centre d’accumulation d’espèces. Cela implique que les flores du Pacifique ouest pourraient être composées d’entités originaires du Pacifique est et du Pacifique central. Si ces patrons de distribution générale reflètent probablement la répartition du genre, la description de la distribution des espèces semble plus incertaine. Les listes d’espèces disponibles pour les différentes régions du Pacifique sont souvent anciennes et incomplètes. Elles ont été établies indépendamment les unes des autres et ne reflètent pas la diversité locale. Les récentes révisions de la taxonomie et de la nomenclature, l’accès à des collections plus représentatives de la polymorphie des espèces et l’avènement des analyses ADN poussent à reconsidérer ces listes dans leur contexte biogéographique. Une révision taxonomique des listes d’espèces disponibles pour chaque région apparaît indispensable pour décrire des patrons de distribution plus justes.

Sargassu

rop hy cus

m

thr Ar

ct

a

Phyllotrichi

op h

yc u s

Ba

Arthrophycus

Fig. I.9. Carte de répartition mondiale des sous-genres du genre Sargassum d’après la littérature.

3.

Etat des lieux de la taxonomie du genre Sargassum

En botanique, bien que de nombreux genres soient divisés en sous-genres, il en existe peu regroupant suffisamment d’espèces pour justifier l’utilisation de sous-divisions d’ordres inférieurs. Dans le cas du

34

Chapitre I. Introduction générale genre Sargassum, les centaines d’espèces attribuées à un même sous-genre sont traditionnellement classées en sections, sous-sections, séries et groupes d’espèces. 3.1.

Historique

Les premières espèces de sargasses, originellement attribuées au genre Fucus Linnaeus, ont été décrites par Linnaeus (1753) (F. natans Linnaeus, F. acinarium Linnaeus, F. lendigerus Linnaeus), puis par Turner (1808-1811) (36 espèces). Le genre Sargassum a été établi par C. Agardh (1820) qui a été le premier à poser les fondations d’un nouveau système de classification des « algues ». Le genre Sargassum est le premier listé dans son ordre des Fucoidae et recense 62 espèces divisées en sept groupes (non-nommés), selon les caractères morphologiques suivants: (i) réceptacles axillaires et feuilles entières, (ii) réceptacles axillaires et feuilles pinnatifides, (iii) vésicules et feuilles de petite taille (Microphylla), (iv) réceptacles terminaux, (v) vésicules ailées et feuilles spatulées et enflées, (vi)

rameaux aplatis, foliacés pinnatifides, et vésicules et réceptacles axillaires, (vii) feuilles sans nervure, réceptacles marginaux, fixés aux feuilles et capsules solitaires dans chaque tubercule. Deux de ces groupes seront par la suite élevés aux genres Turbinaria Lamouroux (iv) et Carpophyllum Greville (vii). Cette classification sera suivie par Greville (1848, 1849) et Montagne (1842, 1845). Néanmoins, Kützing (1843) propose un tout autre système de classification, en maintenant seulement une partie des espèces dans le genre Sargassum (principalement celles correspondant aujourd’hui aux sections Malacocarpicae et Zygocarpicae, d’après Setchell 1931) et en attribuant les autres aux nouveaux genres Pterocaulon Kützing, Spongocarpus Kützing, Halochloa Kützing et Carpacanthus Kützing. En 1849, Kützing décrit deux genres supplémentaires: Stichophora Kützing et Anthophycus Kützing. Sans retenir la classification de Kützing, J. Agardh (1848) propose une nouvelle classification composée de sections, divisées en tribus, elles-mêmes sous divisées en groupes d’espèces organisés selon des caractères morphologiques ou une répartition géographique commune. Le genre Sargassum contient alors trois sections (dans l’ordre donné par l’auteur): (i) sect. Pterophycus J. Agardh avec une unique tribu: -

trib. Pterocaulon (Kützing) J. Agardh (type: non désigné)

(ii) sect. Arthrophycus J. Agardh avec trois tribus: -

trib. Schizophylla J. Agardh (type: non désigné 1).

-

trib. Holophylla J. Agardh (type: non désigné),

-

trib. Heterophylla J. Agardh (type: S. heterophyllum),

(iii) sect. Eusargassum avec huit tribus: -

trib. Carpophylla J. Agardh (type: S. carpophyllum),

1

Note : J. agardh (1848, 1889) n’a pas désigné explicitement d’espèce type; lorsqu’il utilise des nomina typificata, ils le sont automatiquement, mais quand il utilise des nomina descriptiva, ils ne le sont pas.

35

Chapitre I. Introduction générale -

trib. Glandularia J. Agardh (type: non désigné),

-

trib. Siliquosae J. Agardh (type: S. siliquosum),

-

trib. Biserrulae J. Agardh (type: S. bisserula),

-

trib. Acanthocarpa J. Agardh (type: non désigné),

-

trib. Acinaria J. Agardh (type: S. acinaria),

-

trib. Ligularia J. Agardh (type: S. ligulatum),

-

trib. Cymosae J. Agardh (type: S. cymosum).

Enfin, en 1889, J. Agardh, suivant les bases de sa classification de 1848, publie la classification la plus complète et divise le genre Sargassum en cinq sous-genres, eux-mêmes divisés en plusieurs séries, chacune sous-divisée en tribus. (i) subgen. Phyllotrichia (Areschoug) J. Agardh avec cinq tribus: -

trib. Heteromorphae J. Agardh (type: S. heteromorphum),

-

trib. Cladomorphae J. Agardh (type: non désigné),

-

trib. Phyllomorphae J. Agardh (type: non désigné),

-

trib. Pteromorphae (Kützing ?) J. Agardh (type: non désigné),

-

trib. Dimorphae J. Agardh (type: non désigné).

(ii) subgen. Schizophycus J. Agardh avec une seule espèce (type: S. patens) (iii) subgen. Bactrophycus J. Agardh avec deux groupes d’espèces non nommés (type: non désigné) (iv) subgen. Arthrophycus J. Agardh avec deux groupes d’espèces non nommés (type S. heterophyllum) (v) subgen. Eusargassum avec trois séries: -

ser. Zygocarpicae (J. Agardh) Setchell avec une tribu: * trib. Carpophyllae J. Agardh (type: S. carpophyllum) avec deux groupes d’espèces non

nommées -

ser. Acanthocarpicae J. Agardh avec deux tribus: * trib. Glomerulatae J. Agardh (type: non désigné) avec quatre groupes d’espèces non nommés * trib. Bisserulae J. Agardh (type: S. bisserula) avec quatre groupes d’espèces: # Ilicifolia (espèce fondatrice: S. ilicifolium), # Coriifolia (espèce fondatrice: S. coriifolium), # Parvifolia (espèce fondatrice: S. parvifolium), # Dentifolia (espèce fondatrice: S. dentifolia).

-

ser. Malacocarpicae J. Agardh avec trois tribus: * trib. Fruticuliferae J. Agardh (type: non désigné), * trib. Cymosae J. Agardh (type: S. cymosum), * trib. Racemosae J. Agardh divisée en trois sous-tribus: - Acinariae (type: S. acinaria),

36

Chapitre I. Introduction générale - Glandulariae (type: non désigné), - Siliquosae (type: S. siliquosum). Cette dernière classification a été respectée par la plupart des auteurs qui ont suivi, comme Grunow (1915, 1916a, b), Setchell (1931, 1933, 1935b, c, 1936, 1937) et Yoshida (1983), et la classification actuelle a été peu modifiée. Néanmoins, d’après l’article 4.1 du Code International de Nomenclature Botanique de Vienne (CINB, McNeil et al. 2006) seules sont acceptées comme rang au sein d’un genre les catégories suivantes: sous-genre, section, sous-section, série, sous-série et espèce. Pour cette raison, Abbott et al. (1988) et Tseng et Lu (1992a, b, 1995a, b, c, 1997a, b, 1999, 2002a, b, c) ont proposé un certain nombre de correctifs dans la classification de J. Agardh (1889) et ont élevé la majorité des séries au rang de sections et les tribus au rang de sous-sections. Certains groupes d’espèces proposés par J. Agardh (1889) ou Grunow (1915, 1916a, b) ont été élevés au rang de séries et divers auteurs tels que Tseng et Lu (1992a, b, 1995a, b, c, 1997a, b, 1999, 2002a, b, c) ou Ajisaka et al. (1995) ont proposé plusieurs nouveaux groupes d’espèces. Les groupes d’espèces permettent de rapprocher des taxons qui paraissent a priori étroitement apparentés (Abbott et al. 1988). Le CINB ne reconnaît pas de statut taxonomique à ce type de regroupement mais, d’après l’article 4.2, les groupes d’espèces peuvent être utilisés comme rang supplémentaire au-delà de la sous-série. Selon Ajisaka et al. (1995), après des analyses plus poussées au niveau populationnel, un groupe d’espèces pourrait être soit élevé à un rang différent soit réduit à une seule espèce, tous les membres du groupe étant considérés comme conspécifiques. Plus récemment, des études utilisant des marqueurs ADN ont proposé quelques modifications dans l’organisation des sous-genres et des sections, et mis en évidence la nécessité de reconsidérer la classification du genre Sargassum (Stiger et al. 2000, 2003, Yoshida et al. 2000, 2004, Phillips et Fredericq 2000, Phillips et al. 2005). 3.2.

Diversité spécifique

Avec 839 taxons décrits dans le monde (Guiry et Guiry, 2008), Sargassum est reconnu comme le genre le plus riche des Phaeophyceae (Yoshida 1983). Néanmoins, seulement 70% de ces taxons sont considérés comme courants et 30% sont répertoriés soit comme synonymes soit comme taxons au statut incertain (Guiry et Guiry 2008). Dans son étude bibliographique sur la biogéographie du genre Sargassum dans l’océan Pacifique, Phillips (1995) recense un total de 166 espèces. Néanmoins l’examen des listes d’espèces fournies par l’auteur met en évidence l’absence de plusieurs taxons pourtant précédemment répertoriés dans les îles et une sous-estimation de la diversité réelle des épithètes attribués au Pacifique. Ceci peut s’expliquer par la sélection par Phillips (1995), des travaux considérés comme les plus représentatifs pour chaque région.

37


3.3.

Caractères discriminants

La classification traditionnelle du genre Sargassum repose sur l’examen des divers caractères morphologiques (Fig. I.3- I.8, Tableau I.2 et I.3). Les sous-genres sont reconnus principalement d’après l’organisation et l’aspect des rameaux, néanmoins Bactrophycus et Arthrophycus sont distingués d’après la morphologie des réceptacles (Yoshida 1989a, Tableau I.2 et I.3). Les caractères morphologiques utilisés pour distinguer les différentes sous-divisions de chaque sous-genre sont variés et ne montrent pas de consensus. Ainsi les sections du sous-genre Bactrophycus sont différenciées, dans un premier temps, selon la forme et l’organisation des rameaux, puis grâce à la morphologie des réceptacles. Les sections du sous-genre Sargassum sont exclusivement basées sur la morphologie des réceptacles (Tableau I.2 et I.3). Leurs divisions de rang inférieur reposent sur une description plus détaillée des réceptacles et du mode de reproduction (sexes séparés ou non, avec ou sans dimorphisme sexuel) et, dans une moindre mesure, des vésicules, du crampon ou encore des rameaux. Au sein de chaque sous-division, les espèces sont discriminées sur la base de caractères morphologiques supplémentaires qui incluent, le plus souvent, des variations de la morphologie, de la texture et de l’aspect des feuilles, des vésicules et des réceptacles, telles qu’elles sont décrites au chapitre I.2.3. Les rangs infra-spécifiques tels que les variétés et les formes sont le plus souvent identifiés d’après des variations morphologiques mineures qu’il est difficile de distinguer d’une simple écomorphie. Par exemple, certains taxons ont été distingués suivant l’absence ou la présence de vésicules (ex.: S. tahitense et S. boraborense), alors que l’abondance des vésicules est clairement influencée par les conditions environnementales, par exemple l’hydrodynamisme (mode calme vs mode agité, Kilar et al. 1992). 3.4.

Synthèse de la classification actuelle

Dans ce paragraphe est présentée une synthèse bibliographique de la classification du genre Sargassum (Tableau I.2) et une clef d’identification des différentes sous-divisions du genre (Tableau I.3). Les principaux travaux qui ont été considérés sont les suivants: -

classification générale: J. Agardh (1889), Grunow (1915, 1916a, b), Setchell (1931, 1933, 1935b, c), Yoshida (1983), Abbott et al. (1988), et Phillips (1995);

-

subgen. Phyllotrichia: J. Agardh (1889), Womersley (1954), et Goldberg et Huisman (2004);

-

subgen. Bactrophycus: Setchell (1931), Yoshida (1983, 1989b), et Tseng et al. (1985);

-

subgen. Arthrophycus: J. Agardh (1889), Setchell (1931), et Womersley (1987);

-

subgen. Sargassum: J. Agardh (1889), Tseng (1985), Abbott et al. (1988), Tseng (1985), Tseng et Lu (1988, 1992a, b, 1995a, b, c, 1997a, b, 1999, 2002a, b, c), Ajisaka et al. (1995), Stiger et al. (2000, 2003), et Yoshida et al. (2002, 2004).

38

39

Teretia Yosh.

Halochloa (Kütz.) Yosh.

Repentia Yosh.

II.2. sectio

II.3. sectio

II.4. sectio

Bactrophycus J. Ag.

II. subgenus

Spongocarpus (Kütz.) Yosh.

Phyllotrichia (Aresch.) J. Ag.

I. subgenus

II.1. sectio

Nom du taxon Sargassum C. Ag.

Rang taxonomique Genus

S. sonderi (J. Ag.) J. Ag.

S. horneri (Turn.) C. Ag.

Rameaux cylindriques, aplatis à foliacés; feuilles pinnatifides peu ou pas différenciées; réceptacles simples arrangés en racèmes.

Rameaux bicuspides ou anguleux; feuilles rétroflexes et perpendiculaires aux rameaux; réceptacles simples axillaires ou terminaux; distribué uniquement dans l’Hémisphère Nord. Axe principal dressé et long; rameaux secondaires branchés dans l’axe des feuilles, plus courts que le rameau primaire; réceptacles cylindriques et en forme de silique. Axe principal plus ou moins court, rameaux secondaires toujours plus courts que les rameaux primaires; rameaux primaires anguleux, réceptacles cylindriques. Axe principal dressé et court; rameaux secondaires toujours plus courts que le rameau primaire; rameau primaire bicuspide à tricuspide; feuilles basales rétroflexes, réceptacles aplatis ou triquètres, avec des bords lisses ou serrulés. Axe principal couché (procumbent ou decumbent), formant des haptères secondaires sur la face « ventrale » de l’axe; rameaux primaires branchés sur la face « dorsale » de l’axe principal; réceptacles comprimés ou aplatis.

S. okamurae Yosh. et Konno (1983: p. 153, holotype SAP034691, Kominato, Japon)

S. siliquastrum (Mert. ex Turn.) C. Ag. (1820 p. 22, lectotype BM, port Nagasaki, Japon)

S. confusum C. Ag. (1824 p. 301, lectotype LD3230, Japon)

S. horneri (Turn.) C. Ag. (1820: p. 38, lectotype BM?, détroit de Corée)

Espèce-type S. bacciferum (Turn.) C. Ag. (Basionyme Fucus baccifer; Turner 1802 p. 56, pas d’information sur le type, Falmouth) (= S. natans (Linn.) Gaill.)

Caractères morphologiques clefs Système de branches (axes, rameaux) spécialisés; un seul œuf par oogone; cellule apicale à trois côtés.

S. nigrifolium Yendo, S. yezoense (Yam.) Yosh. et Konno , S. yamadae Yosh. et Konno

S. boreale Yosh. et Horig., S. thunbergii (Mert. ex Roth) Kuntze, S. muticum (Yendo) Fensh., S. hemiphyllum (Turn.) C. Ag., S. fulvellum (Turn.) C. Ag. S. ringgoldianum Harv., S. giganteifolium Yam. , S. trichophyllum (Kütz.) Kuntze, S. autumnale Yosh., S. serratifolium (C. Ag.) C. Ag.

S. filicinum Harv.

S. boryi C. Ag., S. decurrens (R. Brown ex Turn.) C. Ag., S. peronii C. Ag., S. heteromorphum J. Ag., S. decipiens (R. Brown ex Turn.) J. Ag., S. varians Sond. , S. verruculosum C. Ag., S. piluliferum (Turn.) C. Ag.

Autres espèces 1

Tableau I.2. Synthèse bibliographique de la classification du genre Sargassum avant la thèse; caractères morphologiques clefs utilisés dans la littérature disponible; détails des espèces-types recensées dans la littérature et désignées au cours de la thèse (cf. chap. II.5.3.1.); liste indicative et non exhaustive des espèces considérées dans chaque sous-division.


Sargassum

Zygocarpicae (J. Ag.) Setch.

Holozygocarpicae Setch.

IV. subgenus

IV.1. sectio

IV.1.1. subsectio

40

groupe

groupe

groupe

groupe

IV.1.1.1.2. d’espèce




IV.1.2. subsectio

groupe


Pseudozygocarpicae Setch.

Vietnamensa Ajisaka

Tenuia Setch.

Longifructa Tseng et Lu

Tenerrima Setch.

Carpophyllae (J. Ag. ex Setch.) Abbott et al. Carpophyllae J. Ag.

Arthrophycus J. Ag.

III. subgenus

IV.1.1.1. series

Hizikia (Okam.) Yosh.

II.5. sectio

Réceptacles unisexués, réceptacles mâles et femelles cylindriques sans épines ou avec quelques épines. Réceptacles unisexués, réceptacles mâles cylindriques sans épines, réceptacles femelles comprimés à triquètres avec des épines. Réceptacles unisexués, réceptacles mâles et femelles comprimés à triquètres avec des épines. Réceptacles souvent pédicellés, associés uniquement soit avec des feuilles soit avec des vésicules.

S. bacciferum (Turn.) C. Ag.

Rameaux cylindriques, comprimés ou aplatis (non foliacés); feuilles parallèles aux rameaux et rarement rétroflexes; vésicules issues de la portion distale des feuilles; réceptacles composés, lisses ou avec des épines. Réceptacles associés à des feuilles et/ou des vésicules. Réceptacles dont les pédicelles peuvent être absents, associés avec uniquement des feuilles ou à la fois des feuilles et des vésicules. - information manquante – probablement dans Setchell (1935c) non examiné. Réceptacles bisexués, cylindriques à fusiformes, sans épines ou avec quelques épines. Réceptacles bisexués, comprimés à triquètres, portant des épines à l’apex.

Type: non désigné - probablement dans Setchell (1935c) non examiné.

S. carpophyllum J. Ag. (1848 p. 304, holotype: LD2306, SriLanka) S. tenerrimum J. Ag. (1848, p. 305-306, holotype LD2345, Bombay, Indes) S. longifructum Tseng et Lu (1987 p. 516, holotype AST551767, Chine) S. tenue J. Ag. nom illeg. 4 (1848 p. 303-304, type information manquante, Indes) S. vietnamense Zinova et Dinh (d’après Nguyen 1986)

S. carpophyllum J. Ag.

Type: non désigné

S. polycystum C. Ag., S. laxifolium Tseng et Lu, S. myriocystum J. Ag.

S. nozhouense Tseng et Lu

S. assimile Harv., S. aemulum Sond., S. subtillisimum Tseng et Lu

S. angustifolium C. Ag.

S. paradoxum (R. Brown ex Turn.) Gaillon, S. fallax Sond., S. vestitum (R. Brown ex Turn.) C. Ag., S. tristichum Sond., S. lacerifolium (Turn.) C. Ag., S. robustum J. Ag., S. incisifolium (Turn.) C. Ag., S. sinclairii Hook. et Harv.

S. heterophyllum C. Ag. *2 (1820 p. 21 = S. incisifolium (Turn.) C. Ag. 1820 p. 14, syntypes; TCD0068-71, Afrique du Sud)

Rameaux bicuspides ou anguleux; feuilles rétroflexes et perpendiculaires aux rameaux; réceptacles composés; distribué uniquement dans l’Hémisphère Sud.

S. carpophyllum J. Ag.*3

A ce jour une seule espèce est attribuée à cette section.

S. fusiforme (Harv.) Setch. (1931 p. 248, type ?)

Crampon portant des excroissances rhizoïdales; axe principal court; feuilles cylindriques à linéaires comprimées, bord denté; vésicules fusiformes; réceptacles courts, cylindriques et agrégés dans l’axe des feuilles.


groupe

groupe

groupe




41

Plagiophyllae Tseng et Lu

Plagiophylla

IV.2.2.1. series

groupe

groupe

IV.2.2.1.1 d’espèce


Rhizophora

Bisserulae (J. Ag.) Tseng et Lu

IV.2.2. subsectio

Binderia

Platycarpae (Grun.) Tseng et Lu

groupe

Acanthocarpicae (J. Ag.) Abbott et al. Glomerulatae (J. Ag.) Tseng et Lu Binderiana (Grun.) Tseng et Lu Swartziia

Denticarpa Ajisaka

Cinerea Setch.

IV.2.1.2. series


IV.2.1.1. series IV.2.1.1.1. groupe d’espèce

IV.2.1. subsectio

IV.2. sectio

Vachelliana Setch.

groupe


Incana Ajisaka

Cinerea Tseng et Lu

IV.1.2.1. series

multiple,

Crampon rhizoïdal.

Réceptacles unisexués, réceptacles femelles acanthocarpiques, réceptacles mâles malacocarpiques. Crampon discoïde.

Réceptacles uni- ou bisexués en racèmes.

Partie supérieure des rameaux filiforme ou subcylindrique.

Vésicules sphériques, avec des pédicelles généralement plus longs ou aussi longs que les vésicules.

Réceptacles bisexués, aplatis, arrangés en glomérules denses. Rameaux distiques, comprimés à aplatis Vésicules ellipsoïdales et apiculées, avec des pédicelles aplatis plus long que les vésicules.

Réceptacles aplatis et épineux.

Réceptacles unisexués, réceptacles mâles et femelles cylindriques à fusiformes, sans épines ou avec quelques épines. Réceptacles bisexués, cylindriques à fusiformes, sans épines ou avec quelques épines. Réceptacles unisexués, réceptacles mâles cylindriques avec ou sans épines, réceptacles femelles comprimés avec des épines. Réceptacles bisexués, comprimés à triquètres avec des épines.

Réceptacles unisexués; thalle gris cendré.

S. plagiophyllum C. Ag. (1824 p. 304, neotype: PC AB14948, océan Indien) S. rhizophorum Tseng et Lu (2002b p. 18, holotype: AST 551843 pas vu, Chine)

S. bisserula J. Ag. (1848 p. 318, syntypes TCD1118, Indes) S. plagiophyllum C. Ag.

S. binderi Sond. ex J. Ag., 1848: p. 328, syntypes TCD1110-113a, Mer de Chine et détroit de la Sonde) S. platycarpum Mont. (1842: p. 248, holotype PC MA9209, Martinique)

S. binderi Sond S. swartzii C. Ag. (1820: p. 11, lectotype LD 2378, Indes)

S. denticarpum Ajisaka (1994 p. 394-396, type: photo dans Ajisaka et al. 1995 p. 48, Vietnam) S. hystrix J. Ag.*5 (1847: p. 7, holotype: C-AT1353, Mexique) Type: non désigné

S. incanum Grun. (1915 p. 379, syntypes: W?, Shangai-Canton, Hong-Kong) S. cinereum J. Ag. (1848 p. 305, holotype: LD2349, Hong-Kong)

S. cinereum J. Ag. (1848 p. 305, holotype: LD2349, Hong-Kong) S. vachellianum Grev. (1848 p. 204, holotype: E?, Chine) (Turn.)

J.

Ag.,

S.

S. integerrimum Tseng et Lu

S. heterocystum Mont.

S. berberifolium J. Ag., S. crassifolium J. Ag., S. cristaefolium C. Ag., S. dazhouense Tseng et Lu, S. megalocystum Tseng et Lu, S. obovatum Harv., S. sanyaense Tseng et Lu, S. telephifolium (Turn.) C. Ag., S. turbinarioides Grun.

S. acutifolium Grev., S. cervicorne Grev., S. dumosum Grev., S. echinocarpum J. Ag., S. wightii Grev. S. feldmanii Pham, S. ligulatum C. Ag., S. oligocystum Mont.

S. glaucescens J. Ag.

S. bulbiferum Yosh.

S. graminifolium crispifolium Yam.


Odontocarpicae Tseng et Lu

Malacocarpicae (J. Ag.) Abbott et al. Fructiliferae (J. Ag.) Tseng et Lu

IV.2.2.3. series

IV.3. sectio

42

Phyllocystae Tseng

Schizophycus J. Ag.

IV.4. sectio

Incertae sedis

Réceptacles avec des rameaux courts, axillaires et glandulaires. Réceptacles avec des rameaux longs pédicellées, cylindriques, en forme de silique, pincées à certains endroits, et en position alternative sur les rameaux. Présence de feuilles modifiées caractérisées par une partie centrale enflée (phyllocystes); réceptacles bisexués, généralement composés et arrangés en courtes racèmes; réceptacles femelles aplatis ou triquètres, généralement dentés. Rameaux primaires issus progressivement d’expansions foliacées; feuilles et rameaux développés dans le même plan; vésicules portent une feuille coronale.

Réceptacles branchés, arrangés en cymes, rameaux arrangés en groupes de fascicules, avec des apex acuminés. Réceptacles arrangés en racèmes, avec des rameaux supportés par un pédicelle stérile. Réceptacles lancéolés à coniques, avec de courtes rameaux fertiles axillaires.

Réceptacles unisexués, réceptacles mâles et femelles acanthocarpiques; base des feuilles asymétrique, bordure intérieure entière (lisse) ou légèrement excisée et bordure extérieure distinctement dentée. Réceptacles bisexués; feuilles lancéolées à linéaires avec la plupart du temps une base asymétrique. Réceptacles cylindriques, lisses, sans épines, arrangés en cymes ou en racèmes. Réceptacles en forme de brosses, arrangés en cymes, pédicellés et sans partie stérile.

S. emarginatum Tseng et Lu, S. mcclurei Setch., S. herklotsii Setch., S. quinhonense Nguyen

S. kashiwajimanum Yendo, S. kushimotense Yendo, S. pinnatifidum Harv., S. tosaense Yendo,

S. patens C. Ag. *7(1820 p. 27, lectotype: LD2838, Japon)

S. baccularia (Mert.) C. Ag., S. plagiophyllum Mont., S. granuliferum C. Ag. S. henslowianum C. Ag., S. kuetzingii Setch., S. paniculatum J. Ag.

S. spinuligerum Sond., S. podacanthum Sond., S. leptodum Sond.

S. polyporum Mont., S. longicaulis Tseng et Lu, S. aquifolium (Turn.) C. Ag., S. obtusifolium J. Ag. S. bacciferum (Turn.) C. Ag., S. vulgare C. Ag., S. desfontainesii (Turn.) C. Ag., S. torvum J. Ag., S. polyphyllum J. Ag.

S. spinifex C. Ag., S. turbinatifolium Tseng et Lu

S. bisertula J. Ag., S. cinctum J. Ag., S. parvifolium (Trun.) C. Ag., S. sandei Reinb.

S. phyllocystum Tseng et Lu (1979 p. 1, Chine, pas d’information sur le spécimen type )

S. acinaria C. Ag. nom. illeg. (1820 p. 22, cf. Silva et al. 1996 p. 701 et 930 pour discussion sur le statut de cette espèce) S. bicorne J. Ag. *6(1848 p. 306307, type?, type loc ?) S. siliquosum J. Ag. (1848 p. 316, syntype: LD3260, Singapour)

Type: non désigné

S. cymosum C.Ag. (1820 p. 20, syntypes: LD2979, 2990, Brésil)

Type: non désigné

S. odontocarpum Sond. (1871: p. 43, Indes, pas d‘information sur le spécimen type) Type: non désigné

S. ilicifolium (Turn.) C. Ag. (Turner, 1807: p. 113, holotype BM 562953, détroit de la Sonde)

1

* hic designatus , liste non exhaustive d’après une sélection arbitraire des listes disponibles dans la littérature. 2 , la sect. Arthrophycus J. Agardh (1848) était composée de trois tribus: Schizophylla, Holophylla et Heterophylla. Seules les espèces de Heterophylla ont été conservées par J. Agardh (1889) pour former le sous-genre Arthrophycus. Les deux premières tribus ont été élevées au rang de sous-genre: Schyzophycus et Bactrophycus respectivement. Dans ce contexte, c’est l’espèce-type de la tribu Heterophylla (S. heterophyllum) qui devient l’espèce-type du sous-genre Arthrophycus.

Siliquosae J. Ag.

IV.3.3.3. series

Acinariae J. Ag.

IV.3.3.1. series

Glandulariae J. Ag.

Racemosae (J. Ag.) Tseng et Lu

IV.3.3. subsectio

IV.3.3.2. series

Cymosae (J. Ag.) Tseng et Lu

IV.3.2. subsectio

IV.3.1. subsectio

Illicifoliae (J. Ag.) Tseng et Lu

IV.2.2.2. series


1. Rameaux primaires cylindriques, aplatis à foliacés, feuilles pinnatifides peu ou pas différenciées ................................................................................................................. subgen. Phyllotrichia 1. Rameaux primaires distinctement différenciés en rameaux secondaires, feuilles (principalement simples) et vésicules............................................................................................................. Æ2 2. Rameaux bicuspide ou anguleux, feuilles rétroflexes (ou tournées vers le bas) ........................................................................................................................................................................... Æ3 2. Rameaux cylindriques, comprimés ou aplatis (non foliacés), feuilles rarement rétroflexes .......................................................................................................................... subgen. Sargassum Æ4 3. Réceptacles simples, axillaires ou terminaux ...........................................................................................................................................................................................subgen. BactrophycusÆ11 3. Réceptacles composés ......................................................................................................................................................................................................................................subgen. Arthrophycus 4. Réceptacles malacocarpiques ou acanthocarpiques associés avec des feuilles et/ou des vésicules (zygocarpiques).......................................................................................sect. ZygocarpicaeÆ6 4. Réceptacles malacocarpiques ou acanthocarpiques sans feuilles ou vésicules associées ............................................................................................................................................................. Æ5 5. Réceptacles malacocarpiques (cylindriques, verruqueux et sans épines) ................................................................................................................................................... sect. MalacocarpicaeÆ7 5. Réceptacles acanthocarpiques (aplatis et épineux) .................................................................................................................................................................................. sect. AcanthocarpicaeÆ10 6. Réceptacles associés uniquement avec des feuilles, ou avec à la fois des feuilles et des vésicules ..........................................................................................................subsect. Holozygocarpicae 6. Réceptacles associés uniquement avec des feuilles ou des vésicules ................................................................................................................................................... subsect. Pseudozygocarpicae 7. Absence de vésicules foliacées (Phyllocystes) ............................................................................................................................................................................................................................. Æ8 7. Présence de vésicules foliacées (Phyllocystes)....................................................................................................................................................................................................... sect. Phyllocystae 8. Réceptacles arrangés en cymes..................................................................................................................................................................................................................................................... Æ9 8. Réceptacles arrangés en racèmes.........................................................................................................................................................................................................................subsect. Racemosae 9. Réceptacles en forme de brosse, pédicellés, sans portion stérile ........................................................................................................................................................................ subsect. Frutiliferae 9. Réceptacles ramifiés, arrangé en fascicules............................................................................................................................................................................................................ subsect. Cymosae 10. Réceptacles monoïques arrangés en groupes denses .....................................................................................................................................................................................subsect. Glomerulatae 10. Réceptacles dioïques ou monoïques arrangés en racèmes .................................................................................................................................................................................. subsect. Bisserulae 11. Axe principal couché (procumbent) ou horizontal à apex redressé (decumbent) ....................................................................................................................................................... sect. Repentia 11. Axe principal dressé ................................................................................................................................................................................................................................................................. Æ12 12. Axe principal long, rameaux primaires absents..................................................................................................................................................................................................sect. Spongocarpus 12. Axe principal plus court, rameaux primaires développés ......................................................................................................................................................................................................... Æ13 13. Réceptacles comprimés ou triquètres ...................................................................................................................................................................................................................... sect. Halochloa 13. Réceptacles cylindriques .......................................................................................................................................................................................................................................................... Æ14 14. Feuilles aplaties, avec ou sans nervure, vésicules différenciées ....................................................................................................................................................................................sect. Teretia 14. Feuilles cylindriques ou comprimées, vésicules similaires aux feuilles ........................................................................................................................................................................sect. Hizikia

Tableau I.3. Clef d’identification des sous-divisions (jusqu’au rang de sous-section) du genre Sargassum d’après les informations répertoriées dans le Tableau I.2.

, S. carpophyllum est proposée ici comme l’espèce-type de la section Zygocarpicae car elle représente l’espèce-type de la première sous-division (tribus Carpophyllae J. Agardh) listée par J. Agardh (1889) (cf. chapitre III.2.2). 4 , Lipkin et Silva (2002 p. 50-51) propose le nouveau nom S. steinitzii. 5 , S. hystrix est désignée ici comme l’espèce-type de la section Acanthocarpicae car elle représente la première espèce de la liste fournie par J. Agardh (1848) pour la tribu Acanthocarpa J. Agardh (1848), transférée au rang de section Acanthocarpicae par Abbott et et al. (1988) (cf. chapitre III.1.1). 6 , S. bicorne est désignée ici comme l’espèce-type de la série Glandulariae car elle représente la première espèce listée par J. Agardh (1848) pour le basyonime de la série, la tribu Gladularia J. Agardh (1848). 7 , S. patens représente l’espèce-type du sous-genre Schizophycus J. Agardh (1889) car elle est la seule espèce conservée par l’auteur lors du transfert au rang de sous-genre de la tribu Schizophylla J. Agardh (1848). Les quatre autres espèces de la tribu Schyzophylla ont été transférées aux sous-genres Phyllotrichia et Bactrophycus (J. Agardh 1889).

3


43

Chapitre I. Introduction générale 3.4.1.

Le sous-genre Phyllotrichia

Phyllotrichia a été originellement décrit par Areschoug comme un genre à part entière [Areschoug 1854 p. 332, espèce-type: Phyllotrichia sonderi (J. Agardh) Areschoug, basionyme: Cystophora sonderi J. Agardh 1848 p. 247], puis a été traité comme un sous-genre du genre Sargassum par J. Agardh [1889 p. 35, espèce-type: S. sonderi (J. Agardh) J. Agardh]. J. Agardh (1889) a divisé le sousgenre en cinq tribus principalement établies sur la forme des vésicules: (i) Heteromorphae (2 espèces), (ii) Cladomorphae (3 espèces), (iii) Phyllomorphae (4 espèces), (iv) Pteromorphae (4 espèces) et (v) Dimorphae (2 espèces). Dans sa révision des espèces australiennes de Sargassum subgen. Phyllotrichia, Womersley (1954) liste un total de 12 espèces. L’auteur admet que les cinq tribus de J. Agardh (1889) sont une source de confusion et recommande de ne pas en tenir compte. Depuis les travaux de Womersley (1954), seules de rares études ont mentionné le sous-genre Phyllotrichia et ni sa taxonomie ni sa nomenclature n’ont été révisées. Goldberg et Huisman (2004) lui attribuent une nouvelle espèce, S. kendrickii N.A. Goldberg et Huisman, et recommandent, sur la base de la phylogénie moléculaire proposée par Stiger et al. (2003), le transfert de S. howeanum Lucas au subgen. Sargassum. Bien que Goldberg et Huisman ne discutent pas les tribus proposées par J. Agardh (1889), la clef d’identification qu’ils proposent, ne suggère aucune sous-division du sous-genre. Plus tard, Diaz-Villa et al. (2007) transfèrent S. desfontainesii (Turner) C. Agardh du subgen. Phyllotrichia au subgen. Sargassum sect. Malacocarpicae subsect. Cymosae. Les transferts de S. desfontainesii et de S. howeanum du subgen. Phyllotrichia au subgen. Sargassum montrent qu’il existe des ambiguités pour les caractères clefs décrivant les sous-genres et soulignent la nécessité de les réévaluer. 3.4.2.

Le sous-genre Bactrophycus

Le sous-genre Bactrophycus a été décrit par J. Agardh (1889) sur la base de 14 espèces réparties en quatre groupes morphologiques principalement d’après l’organisation des rameaux et la forme des vésicules. Ce sous-genre est sans doute celui dont la taxonomie est la mieux connue. Géographiquement distribué dans la région est-asiatique (Chine, Corée, Japon, et mer du Japon), le subgen. Bactrophycus a été étudié en détail par Yoshida (1983, 1989a) et Tseng et al. (1985). Sargassum horneri, espèce-type du genre Spongocarpus Kützing transféré au rang de section du subgen. Bactrophycus (Yoshida 1983), a été désignée comme l’espèce-type de ce sous-genre par Yoshida (1983). D’après Tseng et al. (1985), le sous-genre contient 35 taxons dont 22 espèces et une variété seraient endémiques du Japon. Ces taxons ont été répartis dans quatre sections par Yoshida (1983): sect. Halochloa (Kützing) Yoshida, sect. Repentia Yoshida, sect. Spongocarpus (Kützing) Yoshida et sect. Teretia Yoshida. Tseng (1985) décrit une cinquième section: sect. Phyllocystae pour regrouper les espèces possédant des phyllocystes. Enfin, sur la base de données moléculaires (marqueur ADNr nucléaire ITS-2), Stiger et al. (2000, 2003) proposent le transfert de la sect. Phyllocystae au subgen. Sargassum et discriminent quatre clades dans le subgen. Bactrophycus: deux correspondant aux sections Spongocarpus et Teretia, un réunissant les espèces des sections Halochloa

44

Chapitre I. Introduction générale et Repentia et enfin un quatrième constitué par l’espèce Hizikia fusiformis (Harvey) Okamura que les auteurs réintègrent au genre Sargassum [Æ S. fusiforme (Harvey) Setchell] en proposant la création d’une nouvelle section, la section Hizikia (Okamura) Yoshida. 3.4.3.

Le sous-genre Arthrophycus

Le sous-genre Arthrophycus a été décrit par J. Agardh (1889) sur la base de 20 espèces réparties en quatre groupes morphologiques principalement d’après la morphologie des réceptacles. D’après Yoshida (1989b), aucune espèce-type n’a été proposée pour ce sous-genre qui se distingue du subgen. Bactrophycus par la présence de réceptacles composés (Yoshida 1983). Selon Setchell (1931), les espèces du subgen. Arthrophycus sont rencontrées exclusivement dans l’hémisphère sud le long des côtes sud de l’Australie, en Tasmanie, en Nouvelle-Zélande et en Afrique du Sud. Toutefois, Setchell (1933) attribuera deux espèces de Hong-Kong au subgen. Arthrophycus. Yoshida (1983, 1989b) préfère toutefois considérer que le sous-genre est distribué uniquement dans l’hémisphère sud alors que le subgen. Bactrophycus serait uniquement présent dans l’hémisphère nord (Fig. I.9). Lindauer et al. (1961) recensent trois espèces en Nouvelle-Zélande: S. sinclairii, S. undulatum et S. undulatum f. serratifolium. Selon Adams (1994), S. sinclairii est l’espèce la plus commune du genre Sargassum en Nouvelle-Zélande et il est difficile de la distinguer de S. undulatum et de sa forme serratifolium (= S. paradoxum, d’après Womersley 1987). D’autre part, Adams (1994) suggère que S. undulatum soit considéré comme synonyme de S. sinclairii jusqu’à ce que des études plus poussées de la variabilité morphologique soient menées. D’après Womersley (1987), cinq espèces du subgen. Arthrophycus sont communes sur le littoral sud de l’Australie. Cette étude apparaît comme une des rares à traiter de ce sous-genre et à proposer plusieurs synonymies. De manière générale, le sous-genre Arthrophycus est mal connu. En 2008, seule une séquence d’Australie (S. fallax) est disponible dans GenBank (Phillips et Fredericq 2000, Phillips et al. 2005). Au regard de la discussion ci-dessus et à l’instar du subgen. Phyllotrichia, il apparaît nécessaire de réévaluer les caractères morphologiques caractérisant le subgen. Arthrophycus et les espèces lui étant traditionnellement attribuées. 3.4.4.

Le sous-genre Sargassum

Ce sous-genre regroupe la majorité des espèces du genre et sa classification en quatre sections (Acanthocarpicae, Malacocarpicae, Phyllocystae et Zygocarpicae)

présente de nombreuses

ambiguïtés. Seules de rares études se sont intéressées à la taxonomie de ce sous-genre bien qu’il soit reconnu comme le plus divers et le plus abondant dans le monde (Phillips 1995). Le placement des espèces dans l’une ou l’autre des sections qui le composent est souvent difficile et les phylogénies moléculaires disponibles montrent qu’il est nécessaire de réévaluer les caractères morphologiques ayant traditionnellement valeur taxonomique. D’après la clef d’identification de Tseng et Lu (1988a), les espèces appartenant à la section Zygocarpicae sont reconnues principalement sur la base de réceptacles composés carpophylliques ou pseudo-carpophylliques pouvant être malacocarpiques ou

45

Chapitre I. Introduction générale acanthocarpiques (Tseng et Lu 1988a). Cette clef d’identification montre que certains des critères utilisés pour discriminer les sections Malacocarpicae et Acanthocarpicae se retrouvent dans la section Zygocarpicae. La synthèse présentée dans le Tableau I.2 montre la redondance de certains caractères morphologiques des réceptacles attribués aux différentes sous-divisions des sections du subgen. Sargassum. A titre d’exemple, des espèces dioïques à réceptacles femelles acanthocarpiques et à réceptacles mâles malacocarpiques se trouvent aussi bien dans la ser. Plagiophyllae (sect. Acanthocarpicae sous-sect. Bisserulae) que dans les groupes d’espèces Tenuia (sect. Zygocarpicae, sous-sect. Holozygocarpicae, ser. Carpophyllae) et Cinerea (sect. Zygocarpicae, sous-sect. Pseudozygocarpicae, ser. Cinerea). La seule différence entre ces sous-divisions serait la présence dans la section Zygocarpicae de réceptacles complexes (ou) zygocarpiques, c’est-à-dire ayant des feuilles et/ou des vésicules intercalées entre les ramifications fertiles portant les conceptacles. Ce caractère semble toutefois inconstant au regard de descriptions et d’illustrations de certaines espèces attribuées à la section Malacocarpicae (Tseng et Lu 1988a, 1992b, Ajisaka et al. 1995) qui montrent de manière évidente la présence de vésicules attachées aux réceptacles. Ceci illustre les problèmes taxonomiques liés à l’utilisation d’une classification instaurée au 19ième siècle, avec des notions limitées quant à la polymorphie des taxons. De nouveau, il apparaît essentiel de réviser la classification du sous-genre en prenant en compte la variabilité intrinsèque de chaque taxon. 9 La section Zygocarpicae La section Zygocarpicae est traditionnellement reconnue par la présence de réceptacles zygocarpiques, c'est-à-dire associés à des feuilles et des vésicules (J. Agardh 1889, Setchell 1935c, Tseng et Lu 1988a). J. Agardh (1889) lui attribue une seule sous-division (tribu Carpophyllae). Grunow (1915, 1916a,b) reconnaît cette même sous-division et propose une seconde tribu, plus tard confirmée et élevée au rang de sous-section par Setchell (1935c). Setchell (1935c) propose ainsi deux sous-sections, la subsect. Holozygocarpicae Setchell, incluant et transférant la tribu Carpophyllae J. Agardh au rang de série, et la subsect. Pseudozygocarpicae Setchell. Chacune des deux sous-sections (Holozygocarpicae et Pseudozygocarpicae) contient une unique série composée de groupes d’espèces. La distinction entre Holozygocarpicae et Pseudozygocarpicae repose sur des caractères ambigus. Dans le cas des Holozygocarpicae, les pédoncules des réceptacles peuvent être absents (signifiant ainsi qu’ils peuvent également être présents) alors que pour les Pseudozygocarpicae ils sont généralement présents (signifiant ainsi qu’ils peuvent également être absents). De la même manière, les réceptacles des Holozygocarpicae ont soit uniquement des feuilles, soit à la fois des feuilles et des vésicules, alors que dans le cas des Pseudozygocarpicae, ils présentent toujours un seul type d’organe végétatif (feuilles ou vésicules). Avec de tels critères, il apparaît difficile, par exemple, de classer une espèce à réceptacles pédonculés et feuillés, laquelle pourrait être attribuable à l’une ou l’autre de ces deux soussections. D’après l’étude de 17 taxons de Chine et de 10 taxons du Japon Tseng et Lu (1988a) et Ajisaka et al. (1995), respectivement, confirment les deux sous-sections de Setchell et incluent

46

Chapitre I. Introduction générale plusieurs nouveaux groupes d’espèces. Les groupes d’espèces sont souvent monospécifiques (ex. Vietnamensa et Denticarpa) et au maximum représentés par quatre espèces (ex. Tenuia). On peut s’interroger alors sur l’intérêt de ces groupes d’espèces qui compliquent la taxonomie du genre et n’ont, par ailleurs, aucun statut au regard du CINB. Il est évident que les groupes d’espèces et les sous-sections appartenant à la section Zygocarpicae sont définis sur des caractères morphologiques ambigus et par conséquent de faible valeur taxonomique. Une étude précise des spécimens types des espèces de la section, une analyse de leur variation morphologique des divers organes et une étude phylogénétique sont nécessaires avant toute révision taxonomique des Zygocarpicae. 9 La section Malacocarpicae La taxonomie de cette section a été peu étudiée du fait probablement que le genre Sargassum a été étudié principalement dans les pays asiatiques (Chine et Japon) où le sous-genre Sargassum, et donc la section Malacocarpicae, sont peu représentés. La section Malacocarpicae constitue la seconde des deux séries proposées par J. Agardh (1889) qui la divise en trois tribus (Fruticuliferae, Cymosae et Racemosae) différenciées par la morphologie des réceptacles. La tribu Racemosae est elle-même divisée en trois sous-séries (Acinariae, Glandulariae, Siliquosae) soulignant la diversité morphologique de la section. Afin de respecter l’article 4.1 du CINB, Abbott et al. (1988) ont élevé la série Malacocarpicae au rang de section et Tseng et Lu (1992a) ont transféré les tribus et les soustribus (sous-divisions reconnues comme supra-génériques par du CINB) au rang de sous-sections et séries. L’historique du placement des espèces de Sargassum subgen. Sargassum sect. Malacocarpicae au sein de ces sous-sections et séries est complexe et plusieurs espèces ont été transférées d’une soussection à une autre (cf. Tseng et Lu 1992b pour exemples). 9 La section Acanthocarpicae D’après Setchell (1931), la plupart des espèces traditionnellement attribuées à la sect. Acanthocarpicae avaient dans un premier temps été attribuées au genre Carpacanthus Kützing. Par la suite, J. Agardh (1848) décrit la tribu Acanthocarpa J. Agardh avec huit espèces qu’il attribue à la section Sargassum, puis transfère la tribu au rang de série Acanthocarpicae (J. Agardh 1889), et finalement Abbott et al. (1988) élèvent la série au rang de section par conformité au CINB. Cette section est traditionnellement reconnue par la présence de réceptacles épineux (acanthocarpiques). Les espèces attribuées à cette section sont largement citées dans la littérature disponible sur la région Indopacifique, notamment S. crassifolium, S. cristaefolium, S. echinocarpum, S. ilicifolium, S. oligocystum et S. swartzii. Certaines de ces espèces ont fait l’objet de plusieurs études dans le but de résoudre des ambiguïtés d’identification liées principalement à des variations morphologiques des feuilles (Ajisaka et al. 1997, Ajisaka 2006).

47

Chapitre I. Introduction générale 9 La section Phyllocystae La section Phyllocystae Tseng (1985) est caractérisée par la présence de vésicules foliacées appelées phyllocystes. Elle a été placée par l’auteur au sein du subgen. Bactrophycus. Sur la base d’analyses ADN du marqueur nucléaire ITS-2 effectuées sur deux de ses espèces (S. mcclurei et S. quinhonense), Stiger et al. (2000, 2003) proposent le transfert de la sect. Phyllocystae du subgen. Bactrophycus au subgen. Sargassum. Ce transfert crée des ambigüités taxonomiques puisque les espèces de la section Phyllocystae exhibent des réceptacles épineux, lesquels, au sein du sous-genre Sargassum, sont traditionnellement caractéristiques de la section Acanthocarpicae. Le caractère ‘réceptacles épineux’ a pu apparaître, ou réverser, independemment plusieurs fois au cours de l’évolution, et ne devrait donc pas être considéré comme ayant une valeur systématique. Selon Yoshida et al. (2002), la position taxonomique de la section Phyllocystae au sein du subgen. Sargassum doit être revue, et les auteurs recommandent l’analyse de plusieurs marqueurs ADN en considérant plusieurs espèces issues des trois sections traditionnelles du subgen. Sargassum (Malacocarpicae, Acanthocarpicae et Zygocarpicae). Il apparaît également essentiel d’inclure dans ces analyses l’espèce-type de la section Phyllocystae (S. phyllocystum) et de compléter le travail par des études morphologiques. 9 La place de Schyzophycus La tribu Schizophylla J. Agardh (1848) était composée de cinq espèces. Lors de son élévation au rang de sous-genre, J. Agardh (1889) a transféré trois espèces au subgen. Phyllotrichia, une espèce au subgen. Bactrophycus, et n’a conservé que S. patens dans le subgen. Schizophycus. De facto, S. patens représente l’espèce-type du subgen. Schizophycus. Plus tard, Womersley (1954) a proposé son transfert au sein du subgen. Phyllotrichia sur la base de similitudes morphologiques (Womersley 1954, Yoshida 1983). Sur la base d’une séquence ADN de l’espèce-type (S. patens), Stiger et al. (2000) et Yoshida et al. (2004) ont proposé de fusionner les sous-genres Schizophycus et Sargassum. Malgré ces résultats et sur la base de caractères morphologiques, Goldberg et Huisman (2004) ont préféré opter pour la proposition de Womersley (1954). Les vues divergentes de ces auteurs soulignent la nécessité de nouvelles études considérant à la fois des analyses morphologiques et des marqueurs ADN supplémentaires. 3.5.

Difficultés taxonomiques

Des ambiguïtés de nomenclature ont été recensées dès l’établissement du genre Sargassum (Silva et al. 1996 p. 930). Sargassum est consensuellement reconnu comme un groupe difficile et nécessitant une importante révision taxonomique. Ces ambiguïtés taxonomiques se rencontrent à deux échelles: (i) celle des taxons terminaux, c'est-à-dire au niveau de la discrimination des espèces, et (ii) celle de la classification, c'est-à-dire au niveau de la répartition des espèces dans les différentes sous-divisions du genre.

48


3.5.1.

Ambiguïtés au niveau spécifique

La classification et la description de la plupart des espèces datent du 19ème siècle avec principalement les travaux de C. Agardh (1820, 1824) et de J. Agardh (1848, 1889). Les monographies et les collections de ces auteurs sont représentatives de la taxonomie du genre à cette époque. Les diagnoses sont constituées pour la plupart d’un court paragraphe décrivant succinctement le matériel type. Ce dernier est représenté, dans la majorité des cas, par un échantillon sec, incomplet, en mauvais état, collecté en épave (laisses de mer) dans une localité mal précisée lors des premiers voyages autour du monde. Sans connaissance des individus dans leur milieu naturel, ces auteurs et leurs contemporains ont pu décrire plusieurs taxons à partir de fragments appartenant à la même espèce. La situation est également aggravée par la teneur des diagnoses qui, sans illustration, peuvent correspondre à plusieurs espèces très différentes (obs. pers.). A cela s’ajoute encore la difficulté de localiser les collections et les spécimens types, dont certains ont probablement disparu, par exemple dans l’incendie du Muséum de Berlin lors de la Seconde Guerre Mondiale. L’origine de ces premières confusions taxonomiques est sans aucun doute liée à la forte polymorphie du genre, certainement sous-estimée à cette époque. Les caractères morphologiques impliqués dans la taxonomie du genre Sargassum peuvent en effet montrer une part importante de variations phénotypiques en relation avec la diversité des habitats, les saisons ou même au sein d’une population (De Wreede 1976, Magruder 1988, Gavino et Trono 1992, Killar et al. 1992, Gillepsie et Critchley 1997, 2001). Cette polymorphie a parfois été interprétée à tort comme des variations interspécifiques générant alors plusieurs épithètes pour une même espèce (Womersley et Bailey 1970, Guiry et Guiry 2008). Considérant cette variabilité morphologique, Grunow (1915, 1916a,b) a décrit de nombreuses variétés et formes, contribuant ainsi à la complexification du genre. Plusieurs de ces taxons infraspécifiques sont aujourd’hui considérés comme superflus par divers auteurs (Womersley 1954, Yoshida 1987). A ce contexte s’ajoute un manque d’information concernant la variabilité morphologique des taxons. Identifier une espèce peut alors s’avérer hasardeux. D’après Kilar et al. (1992), les ambiguïtés taxonomiques sont liées à l’existence d’une variabilité considérable au niveau de la description des espèces. Les auteurs listent 11 motifs potentiellement responsables de ces confusions taxonomiques: (i) une plasticité phénotypique importante, (ii) des formes ontogéniques variables, (iii) un polymorphisme important, (iv) des caractères morphologiques pouvant être absents (comme par exemple les vésicules ou les réceptacles), (v) une trop grande importance donnée à des caractères très variables comme les feuilles, (vi) l’hybridation qui peut générer des spécimens de formes intermédiaires, (vii) la possibilité de polyploïdie qui peut générer des morphologies divergentes, (viii) le nombre de variétés et de formes décrites dans la littérature, (ix) l’absence de représentation de la polymorphie par les spécimens types qui ne sont souvent que des fragments, (x) l’absence d’un consensus soulignant les caractères d’importance taxonomique, et (xi) l’absence d’information complète concernant l’écologie, le développement et de la reproduction de la

49

Chapitre I. Introduction générale plupart des espèces. Afin de circonscrire la variabilité morphologique des taxons, Kilar et al. (1992) font plusieurs recommandations incluant notamment des études sur un nombre suffisant de spécimens à plusieurs saisons et issus de populations soumises à des conditions environnementales variées. Ces auteurs recommandent également des expériences de reproduction in vitro et des études génétiques. 3.5.2.

Ambiguïtés au niveau des sous-divisions infra-génériques

Le classement des espèces dans les différentes sous-divisions du genre est souvent confus et ambigu (Wormersley 1954, Yoshida 1983) en raison de la combinaison (i) d’une forte polymorphie intraspécifique et (ii) d’un système de classification basé sur un matériel ancien et fragmentaire. Par exemple, S. mcclurei a été placé au sein du subgen. Arthrophycus lors de sa description (Setchell 1935c), puis transféré au subgen. Bactrophycus section Phyllocystae (Tseng et al. 1985), et enfin au subgen. Sargassum lors du transfert de la section Phyllocystae à ce sous-genre par Stiger et al. (2000). Pour aider à résoudre ces ambiguïtés de classification, Yoshida (1983) a proposé de classer les sousgenres en deux groupes: (i) ceux avec des feuilles perpendiculaires aux rameaux (= orientées horizontalement) (Bactrophycus et Arthrophycus), et (ii) ceux avec des feuilles parallèles aux rameaux (= orientées verticalement) (Phyllotrichia, Schizophycus et Sargassum). Womersley (1954), propose d’inclure le subgen. Schizophycus dans le subgen. Sargassum, et ne reconnaît pas les différentes sousdivisions (Tribus) du sous-genre Phyllotrichia (J. Agardh 1889) qui, selon lui, sont mal définies et basées sur des différences minimes. Dans leurs révisions du sous-genre Sargassum en Chine, Tseng et Lu (1992a, b, 1995a, b, c, 1997a, b, 1999, 2002a, b, c) clarifient et synthétisent les caractères ayant valeur taxonomique pour la distinction des sections, sous-sections, séries et groupes d’espèces recensés jusqu’alors dans la littérature dédiée à ce sous-genre. Toutefois, d’après Abbott (1992, p. 13), le système entier de classification du genre Sargassum est confus et dans certains cas trop vague pour être utile. L’auteur précise qu’il existe des inconsistances à tous les niveaux y compris au niveau de la distinction des sous-genres. Selon Abbott (1992), supprimer les sous-genres ne serait pas une solution, et une approche nouvelle de la taxonomie du groupe est nécessaire pour mieux appréhender la composition et l’organisation du genre Sargassum. 3.5.3.

Apport des analyses ADN

Les analyses moléculaires de l’ADN offrent une méthode alternative pour évaluer les concepts taxonomiques, systématiques et phylogénétiques traditionnels. En phycologie, les études systématiques utilisant les acides nucléiques ont permis d’appréhender les phylogénies d’une façon nouvelle dès les années 80-90 (Olsen 1990). Depuis, de nombreuses études ont démontré l’utilité des marqueurs ADN dans la compréhension de l’histoire évolutive des taxons (Kooistra et al. 1992, Hoarau et al. 2007, Phillips et al. 2008a,b), de leurs relations phylogénétiques (Kogame et al. 1999, Coyer et al. 2006, De Clerck et al. 2006), ou dans la résolution d’ambiguïtés taxonomiques (Coyer et al. 2001, Hayden et al. 2003, Faye et al. 2004). Pour les Phaeophyceae, les premières phylogénies

50

Chapitre I. Introduction générale complètes (Draisma et al. 2001, Rousseau et al. 2001) ont permis de confirmer la monophylie de la majorité des ordres alors que les Laminariales et les Sphacelariales apparaissent comme polyphylétiques. La phylogénie des Fucales a été explorée par plusieurs auteurs utilisant des marqueurs nucléaires SSU et LSU (ADNr) (Rousseau et al. 1997, Rousseau et Reviers 1999) ou chloroplastiques psaA (Cho et al. 2007). Ces études ont permis de mettre en évidence la monophylie des Fucales, ainsi que celle de la majorité des huit familles couramment attribuées à cet ordre à l’exception des Cystoseiraceae. Deux nouvelles familles ont été proposées et les Cystoseiraceae ont été fusionnées aux Sargassaceae. Un nombre considérable d’études ont été consacrées aux Fucales et en particulier aux espèces de Fucus qui ont un rôle clef dans les écosystèmes marins européens (Wallace et al. 2004, Engel et al. 2005, Coyer et al. 2006, Oudot-Le Secq et al. 2006). Néanmoins, peu d’auteurs se sont intéressés au genre Sargassum malgré son importance écologique dans les régions intertropicales. La première étude à tester la classification traditionnelle et les relations phylogéniques du genre Sargassum au moyen de phylogénies moléculaires date de la fin du XXème siècle (Phillips 1998). Depuis, peu de marqueurs ADN ont été testés. Les études existantes se sont limitées au marqueur nucléaire ITS-2 (ADNr) pour le subgen. Bactrophycus (Yoshida et al. 2000, 2004, Stiger et al. 2000, 2003) et au marqueur chloroplastique RubisCo pour le sous-genre Sargassum (Phillips 1998, Phillips et Fredericq 2000, Phillips et al. 2005). Ces études ont toutefois permis de mettre en évidence certaines incohérences entre le système de classification traditionnel et les phylogénies moléculaires. Ainsi, sur la base d’une approche moléculaire, Stiger et al. (2000, 2003) ont proposé le transfert de la section Phyllocystae du subgen. Bactrophycus au subgen. Sargassum, et de réduire le genre Hizikia Okamura au rang de section au sein du genre Sargassum subgen. Bactrophycus. Avec les mêmes approches, et contrairement à Womersley (1954) qui avait proposé d’inclure les espèces du subgen. Schizophycus dans le subgen. Phyllotrichia, Yoshida et al. (2004) ont proposé leur transfert dans le subgen. Sargassum. Les réarrangements taxonomiques mis en évidence par les études moléculaires basées sur les marqueurs ADN, indiquent clairement que le genre Sargassum doit être révisé.

4.

Importance écologique du genre Sargassum 4.1.

Habitat benthique majeur

Les Fucales sont importantes au plan écologique car elles représentent une composante majeure, souvent dominante, des « forêts » sous-marines tropicales et tempérées et des communautés intertidales (Nizamuddin 1962). Dans le Pacifique tropical et intertropical, les algueraies benthiques à Sargassum spp. représentent l’équivalent des algueraies à Fucus spp. ou Cystoseira spp. des zones tempérées de l’Hémisphère Nord (Nizamuddin 1962, Yoshida 1989, Phillips 1995, Thibaut et al. 2005). Les algueraies naturelles à sargasses, dont la canopée n’excède généralement pas une hauteur de deux mètres, jouent un rôle essentiel dans le cycle biologique de nombreuses espèces vivantes, en

51

Chapitre I. Introduction générale leur apportant substrat, nourriture et protection contre les conditions environnementales difficiles (ex.: dessiccation, hydrodynamisme) et la prédation (McClanahan et al. 1994, Rossier et Kulbicki 2000, Godoy et Coutinho 2002, Leite et Turra 2003). Ce sont des lieux qui abritent une grande diversité d’invertébrés (amphipodes, polychètes, mollusques…) et qui jouent le rôle de nurseries pour de nombreuses espèces de poissons (Mukai 1971, Ornellas et Coutinho 1998, Barrabe 2003, Tanaka et Leite 2003, Abruto-Oropeza et al. 2007). A titre d’exemple, en Nouvelle-Calédonie, à surfaces équivalentes, il y aurait quatre fois plus de mollusques et de crustacés dans les algueraies à sargasses que dans les herbiers de Magnoliophytes marins (Barrabe 2003). Il faut noter cependant que si la majorité des espèces du genre Sargassum sont benthiques, il existe dans l’Atlantique des formes pélagiques, en particulier S. natans (Linnaeus) Gaillon, qui forment des radeaux flottants (Bøergesen 1914). Sous la contrainte de la circulation océanique et du vent, ces radeaux s’accumulent en plein océan et constituent un écosystème dérivant (Mer des Sargasses), très riche en espèces, et très hautement productif comparativement aux autres régions océaniques (Fine 1970, Lapointe 2005). 4.2.

Ingénieurs de l’écosystème et espèces clefs

Le concept d’ingénieur de l’écosystème (Ecosystem Engineer) a été proposé par Jones et al. (1994) selon la définition suivante: “Ecosystem engineers are organisms that directly or indirectly modulate the availability of resources to other species by causing physical state changes in biotic or abiotic materials. In so doing, they modify, maintain or create habitats”. D’après Wright et Jones (2006), la plupart des espèces, si ce n’est toutes, sont des ingénieurs de l’écosystème car toutes les espèces modifient, dans une certaine mesure, des paramètres biotiques ou abiotiques susceptibles d’avoir un effet sur d’autres espèces. Selon Jones et al. (1994), les effets engendrés par des organismes ingénieurs de l’écosystème sont d’autant plus importants que ces organismes sont présents en grand nombre, vivent en populations denses, et forment des structures persistantes occupant des surfaces importantes et modulant la disponibilité des ressources. Le concept d’ingénieur de l’écosystème a généré plusieurs controverses quant à son bien-fondé et sa définition par rapport au concept d’espèce « clef de voûte » (keystone species) (Wright et Jones, 2006). La notion d’espèce « clef de voûte » date des années 1960. Elle a émergé à la suite d’une expérience in situ menée par Paine (1966) dans laquelle l’auteur a étudié les conséquences de la suppression d’un « top » prédateur, l’étoile de mer Pisaster ochraceus Brandt, 1835, sur les communautés littorales rocheuses de Californie. Ses résultats indiquent une réduction de la diversité de la communauté de 15 à 8 espèces. Le terme « clef de voûte » illustre l’effondrement du système provoqué par la suppression d’une seule pierre de l’édifice, ici l’étoile de mer. Plus tard, Power et al. (1996) définissent une espèce « clef de voûte » comme une espèce dont l’effet est important et disproportionné par rapport à son abondance. D’après Payton et al. (2002), le statut d’une espèce « clef de voûte » est entièrement

52

Chapitre I. Introduction générale dépendant du contexte dans lequel elle se trouve, car l’importance d’une espèce au sein d’une communauté peut varier selon les conditions environnementales. Le statut d’espèce « clef de voûte » n’est donc pas une propriété intrinsèque de l’espèce mais son rôle fonctionnel dans un assemblage donné. Ainsi lorsqu’une espèce « clef de voûte » disparaît, une autre prend sa place dans le nouveau système. Si l’on considère les définitions ci-dessus, les espèces de Sargassum structurant une algueraie sont des espèces ingénieurs de l’écosystème mais ne peuvent pas être considérées comme des espèces « clefs de voûte » (sensu Power 1996). Néanmoins d’après Payton et al. (2002), dans le cas où une espèce de l’écosystème est dominante en nombre ou en biomasse, elle peut être considérée comme une espèce clef « fondatrice » (foundation stone species). Dans ce cas la différence entre un ingénieur de l’écosystème et une espèce fondatrice n’est pas claire. Dugeon et Petraitis (2005) considèrent Ascophyllum nodosum, une Fucale structurant de nombreuses communautés du littoral rocheux nordAtlantique, comme une espèce ingénieur de l’écosystème ou une espèce fondatrice, considérant les deux notions comme similaires. En conséquence, les définitions d’espèce fondatrice et d’ingénieur de l’écosystème mériteraient d’être précisée. Dans ce contexte, il est préférable de considérer les espèces de sargasses structurant d’importantes communautés récifo-lagonnaires comme des espèces ingénieurs de l’écosystème. D’une façon générale, les espèces « clef de voûte » sont celles qui « supportent » l’édifice biologique l’écosystème - le plus diversifié et le plus complexe possible pour des conditions environnementales naturelles données. Leur disparition entraîne l’effondrement de l’édifice. Dans le cas des algueraies, les espèces « clef de voûte » impliquées dans le maintien de la structure et de la diversité de ces communautés sont à rechercher parmi les top-prédateurs (par exemple: poissons, étoiles de mer, mollusques) qui contrôlent naturellement les populations d’herbivores (poissons, oursins et mollusques). Une réduction importante de la pression de prédation due à la régression des topprédateurs (ex.: poissons) entraînera la prolifération d’herbivores (ex.: oursins) et la destruction des algueraies par surpâturage (overgrazing), avec des conséquences majeures sur la structure et la composition des communautés. Inversement, dans les secteurs des récifs dominés par les coraux, les espèces « clef de voûte » sont les herbivores (par exemple: poissons, oursins, mollusques) qui inhibent le développement des macrophytes. Leur disparition permet la prolifération de ces dernières au détriment des coraux. 4.3.

Evolution des populations de sargasses: changements de communauté

D’une manière générale, la distribution et l’abondance des macrophytes marins sont principalement influencées par la disponibilité des ressources (lumière, nutriments), la nature et la disponibilité du substrat, leur mode vie (fécondité, dispersion, recrutement), les stress physiques auxquels elles sont exposées (profondeur, exposition, salinité, température, cyclones, sédimentation) et les interactions

53

Chapitre I. Introduction générale entre espèces (compétition, prédation, parasitisme, maladies) (Lobban et Harrison 1994, McCook 1999, Turner 2004). Les assemblages naturels sont capables d’adaptation à des fluctuations « normales » des conditions environnementales (par exemple les fluctuations saisonnières). Néanmoins, l’addition d’un stress supplémentaire d’origine naturelle ou anthropique, entraîne potentiellement un changement de communauté. Dans le cas d’algueraies tropicales à Sargassum, deux issues semblent possibles en cas de modification d’une des composantes essentielles à leur maintien: (i) une prolifération ou (ii) une régression. 4.3.1.

Prolifération

En milieu corallien, l’altération environnementale des récifs est souvent suivie d’un remplacement d’une communauté à dominance de coraux, complexe et riche en espèces, par une communauté peu structurée, dominée par quelques espèces de macrophytes marins (McCook 1999). Il est couramment reconnu que la prolifération de macrophytes en milieu corallien n’est pas liée à un seul facteur déclencheur mais à la combinaison de plusieurs facteurs dont les plus courants sont l’augmentation des concentrations en nutriments, la surpêche d’espèces herbivores, la réduction

de la couverture

corallienne et de manière générale la dégradation des récifs (McCook 1999, Szmant 2002, McCook et Diaz-Pulido 2004). L’augmentation de la concentration en nutriments favorise la croissance des populations de sargasses et contribue à la dégradation des récifs (Smantz 2002). La dégradation des récifs réduit la compétition pour l’espace et offre de nouveaux substrats durs pour le recrutement des zygotes et la colonisation par les sargasses (McCook et Diaz-Pulido 2004). Par exemple, l’augmentation de la sédimentation peut induire l’inhibition d’espèces compétitrices et/ou la réduction de l’intensité du broutage et être ainsi favorable à la prolifération des espèces de Sargassum (McCook 1999). La surpêche d’espèces herbivores a un effet négatif sur le contrôle des populations de sargasses. L’effet de la surpêche a été illustré dans une étude in situ de Bellwood et al. (2006) visant à simuler l’effet de la surpêche sur une portion de la Grande Barrière de Corail en Australie. Leurs résultats démontrent que la suppression, en particulier, du poisson perroquet Scarus rivulatus Valenciennes, 1840, est à l’origine de la prolifération des espèces de sargasses sur la Grande Barrière Australienne. Un exemple bien documenté est celui des récifs de la Jamaïque où un ensemble de macrophytes, dont Sargassum, a proliféré de manière durable entraînant une modification de la communauté récifale (Hughes 1994). En 20 ans, la couverture corallienne est passée de 50% à moins de 5% alors que les macroalgues ont atteint un pourcentage de couverture de 90%. L’origine et la persistance de ce changement s’expliquent par la combinaison d’un ensemble de facteurs dont la surpêche, les dégâts causés au récif par deux ouragans ainsi que la quasi-disparition due à une épizootie des populations d’oursins, principaux prédateurs des algues (Hughes 1994). En Polynésie française, S. mangarevense prolifère sur les récifs des îles hautes (îles montagneuses par opposition aux îles basses ou atolls) depuis 1983 au détriment des coraux (Stiger et Payri, 1999a, b). Cette prolifération pourrait être liée à

54

Chapitre I. Introduction générale l’apport de nutriments dans le lagon dû à l’élevage de cochons, à la sédimentation et à la surpêche (Hutchings et al. 1994, Smantz 2002). Dans une étude concernant les îles Samoa, Fidji et Tonga, Zann (1994) note que la surpêche et les techniques de pêche destructives sont pratiques courantes dans les trois régions. L’auteur souligne également la destruction des mangroves et des marais, entraînant une sédimentation importante dans les lagons, et la dégradation irréversible des récifs frangeants aux abords des zones les plus peuplées. Dans l’archipel Fidjien, la prolifération de Sargassum a été rapportée récemment (Lovell et Tamata 1996, Moseley et Aalbersberg 2003). Selon Moseley et Aalbersberg (2003), l’eutrophisation est reconnue comme une des plus grandes menaces pesant sur les récifs de l’île de Viti Levu. Par exemple d’après Lovell et Tamata (1996), sur l’île adjacente d’Ovalau, l’eutrophisation du milieu due à l’installation d’une usine de canne à sucre serait responsable du remplacement d’un récif corallien en « bonne santé » par un récif dominé par S. polycystum. Il en va de même, dans certaines zones de Nouvelle-Calédonie où la forte pression anthropique est responsable de la détérioration du complexe récifal et de la prolifération des macrophytes marins, initiant ainsi un cycle pouvant aboutir à une modification radicale des écosystèmes littoraux. Au regard de ce qu’il s’est passé dans d’autres régions du monde, il convient donc de rester vigilant quant à l’évolution des populations de sargasses dans les lagons de Nouvelle-Calédonie. 4.3.2.

Régression

Selon Norton (1992), la perte de l’habitat est une des plus grandes menaces qui pèsent sur les macrophytes marins. Divers types de dégradations environnementales peuvent être à l’origine de la perte de l’habitat. La dégradation physico-chimique du milieu naturel (par exemple: hypersédimentation, turbidité, pollution, changement climatique) est susceptible d’entraîner la régression de certaines espèces sensibles alors qu’elle favorisera d’autres espèces plus résistantes à ces perturbations (Norton 1992, Arévalo et al. 2007). Dans le cas du genre Sargassum, de forts taux de sédimentation aux abords d’Adélaide en Australie ont été désignés comme responsables de la dégradation des algueraies situées à proximité de la ville (Turner 2004). D’autres types de dégradation de l’habitat peuvent être cités comme ayant un impact négatif sur les populations de sargasses du Pacifique. C’est le cas en particulier des aménagements littoraux ayant recours au remblaiement du littoral. Au Japon, la régression des herbiers et des algueraies est principalement liée à l’utilisation importante de remblais pour palier le manque d’espace terrestre (Terawaki et al. 2003). Les dégâts sont tels que des programmes de restauration des algueraies à Sargassum ont été entrepris (Terawaki et al. 2003). Ces programmes de restauration utilisent plusieurs techniques dont l’aménagement de l’habitat, la construction de substrats artificiels et la transplantation d’individus cultivés. La surpêche peut également représenter une menace pour les populations de sargasses, soit directement comme dans les pays asiatiques où les populations naturelles de sargasses sont exploitées (Prud’homme van Reine 2002), soit indirectement par la surexploitation des prédateurs qui peut entraîner la prolifération des herbivores et un surpâturage des macrophytes (Tuan et Hambrey 2000).

55

Chapitre I. Introduction générale Ainsi Bellwood et al. (2006) ont démontré l’importance du poisson papillon Platax pinnatus Linnaeus, 1758, dans les phénomènes de régression des algueraies de sargasses de la Grande Barrière Australienne. La prolifération d’espèces exotiques compétitrices représente également un risque non négligeable vue l’augmentation considérable du trafic maritime et de l’aquaculture principaux vecteurs d’introduction d’espèces marines (Nelson 1999). Les évènements climatiques cycliques et les changements climatiques (réchauffement global, intensité et fréquence des perturbations atmosphériques et des cyclones, modification de la circulation océanique) peuvent être à l’origine de la disparition de certaines espèces (Keser et al. 2005). Des études ont montré la sensibilité de certaines algues à des températures élevées (e.g. Luning et Freshwater 1988). Keser et al. (2005) soulignent que l’augmentation de la température de l’eau de mer est un facteur stressant pour la Fucales Ascophyllum nodosum (Linnaeus) Le Jolis. Aux îles Galápagos, à la suite d’évènements ENSO (El Niño-Southern Oscillation) à la fin du 20ème siècle, plusieurs populations de sargasses ont été sévèrement diminuées. En conséquence, plusieurs espèces endémiques ont été proposées pour un classement en espèces « menacées » par l’IUCN (International Union for Conservation of Nature) (Miller et al. 2007b). La sensibilité des populations de sargasses par rapport au réchauffement climatique ne semble pas avoir été étudiée expérimentalement. Au Japon, dans une étude prospective sur les effets d’un réchauffement global sur les sargasses, Komatsu et al. (2008) énumèrent les changements possibles suivants: (i) une réduction d’abondance des espèces, (ii) une baisse de la quantité de Sargassum en épaves dans le courant Kuroshio au sud-est du Japon, (iii) une régression subséquente de S. horneri (Turner) C. Agardh dont la reproduction et la dispersion sont proportionnelles à la quantité d’algues dérivantes, (iv) enfin, le remplacement de S. horneri par des espèces sub-tropicales comme S. tenuifolium Yamada. 4.4.

Espèces de Sargassum invasives

Le genre Sargassum retient l’attention depuis de nombreuses années du fait de l’extension géographique et du comportement invasif de certaines espèces comme Sargassum muticum (Yendo) Fensholt sur les côtes Pacifique de l’Amérique du Nord et Atlantique d’Europe (Boudouresque et al. 1985, Critchley et al. 1990, Cosson, 1999, Plouguerné et al. 2006). Dans le Pacifique, les cas d’introduction d’espèces de Sargassum sont rares. D’après Nelson (1999), S. verruculosum C. Agardh aurait été introduite en Nouvelle-Zélande, néanmoins il n’existe pas d’étude précise à ce sujet. Plus récemment, Miller et al. (2007a) ont rapporté l’introduction et la prolifération de l’espèce japonaise Sargassum filicinum Harvey le long des côtes de Californie. Selon les auteurs, S. filicinum, comme S. muticum, montre de bonnes capacités de dispersion et de colonisation. Des fragments de aux rameaux fertiles flottant grâce à la présence de vésicules aérifères peuvent se disperser localement et libérer des zygotes qui permettront la colonisation d’une nouvelle région. Le caractère monoïque et la possibilité

56

Chapitre I. Introduction générale d’autofécondation de cette espèce favorisent également sa capacité de dispersion (Miller et al. 2007a). Plusieurs modes d’introduction de ces espèces sont possibles. Dans le cas de l’introduction de S. muticum sur les côtes européennes, c’est l’importation de naissains d’huîtres provenant du Japon qui serait le vecteur principal (Critchley 1983). Dans le cas de S. filicinum, le transport de zygotes sur la coque des bateaux ou dans les eaux de ballast pourrait être responsable de l’introduction de l’espèce japonaise en Californie (Miller et al. 2007a). D’après Nelson (1999), l’origine de la majorité des espèces de macrophytes introduits en Nouvelle-Zélande serait liée aux activités portuaires; l’aquaculture serait également responsable de l’introduction de certaines espèces. Les capacités des espèces introduites à s’établir et à coloniser, ainsi que leur impact sur la flore et la faune locales, sont très variables d’une espèce à l’autre. Néanmoins, l’introduction de certaines espèces peut avoir de lourdes conséquences écologiques. Une fois établie dans une nouvelle région, l’espèce S. muticum peut produire des biomasses importantes et par conséquent entrer en compétition pour l’espace et la lumière avec les espèces locales (Critchley et al. 1990). Par exemple au Danemark, Staehr et al. (2000) ont montré que les changements significatifs dans la structure des communautés de macrophytes locaux est étroitement corrélée à la colonisation par S. muticum. Les auteurs soulignent la diminution de l’aire de répartition d’espèces indigènes appartenant aux genres Laminaria J.V. Lamouroux, Fucus Linnaeus et Codium Stackhouse, indiquant une compétition avec S. muticum pour l’occupation des substrats durs et la lumière.

5.

Importance économique 5.1.

Molécules actives

Les algues sont utilisées dans de nombreux pays à des fins alimentaires, agronomiques ou industrielles (Prud’homme van Reine et Trono 2002). Les sargasses, en particulier, sont récoltées et utilisées dans de nombreux pays asiatiques pour leurs propriétés médicinales (Masuda et al. 1993, Hong et al. 2007), comme aliments (Wondimu et al. 2007), comme fertilisants (Sivasankari et al. 2006) ou pour leur teneur en alginates (industries textile et agroalimentaire) (Saraswathi et al. 2003). Elles peuvent être également source de composés à activité anti-inflammatoires (Dar et al. 2007). Dans sa synthèse sur les utilisations en médecine et en pharmacologie de produits naturels issus des algues, Smit (2004) souligne différentes propriétés attribuées aux sargasses: des propriétés antivirales, stimulantes pour la genèse des vaisseaux sanguins, anticancéreuses, réductrices de la prolifération des cellules, fibrinolytiques, antithrombiques et anticoagulantes. Les sargasses renferment également des composés phénoliques (Stiger et al. 2004, Plougerné et al. 2006), aux propriétés antioxydantes et antimicrobiennes, intéressant les domaines de la cosmétologie et de la pharmacie (cf. programme CRISP « Biodiversité et valorisation des Substances marines actives »).

57


Industrie agro-alimentaire et agriculture

D’autres études démontrent qu’il est possible d’incorporer jusqu’à 25% de sargasses dans de la nourriture pour animaux afin d’en diminuer le coût (Casa-Valdez et al. 2006a). L’addition de sargasse dans la nourriture donnée aux crevettes d’élevage permettrait même de les protéger contre certains virus ou de diminuer leur taux de cholestérol (Chotigeat et al. 2004, Casas-Valdez et al. 2006b). D’autre part, on peut trouver en vente sur internet de nombreux fertilisants biologiques, élaborés à partir de sargasses. Ils sont vendus comme fertilisants naturels, non toxiques, non polluants et riches en éléments traces et en hormones de croissance. Une étude bioprospectrice visant à valoriser la biomasse algale de Polynésie française a mise en évidence l’utilité de Sargassum mangarevense pour améliorer la croissance du maïs (Zubia 2003). D’autre part, divers extraits de Sargassum muticum ont montré une activité contre les micro-organismes responsables du micro-fouling en milieu marin (Plouguerné et al. 2008). L’extrait dichlorométhane, le plus actif, pourrait alors remplacer les produits chimiques, toxiques, dans les peintures antifouling, couramment utilisées pour protéger les coques des bateaux. De nombreuses études ont également mis en évidence les capacités d’adsorption (= biosorption) des sargasses pour les métaux lourds (cf. la synthèse proposée par Davis et al. 2003). Les sargasses ont également des capacités de biosorption pour les métaux lourds tels que Cd2+, Cu2+, Zn2+, Pb2+ et Ni2+ (Davis et al. 2003, Sheng et al. 2004). Ainsi la biomasse des sargasses échouées sur les plages pourrait devenir un biosorbant efficace à coût réduit pour le traitement d’effluents industriels par exemple (Davis et al. 2000, Strik et Staden 2000, Pinto Padhilha et al. 2005). De manière générale, le potentiel économique des sargasses est mis en valeur par de nombreuses études documentant leurs propriétés et utilisations. Néanmoins, chaque espèce peut présenter un potentiel différent et les stocks pourraient être limités (Prud’homme van Reine 2002). De plus, l’exploitation des macrophytes marins peut avoir de lourdes conséquences écologiques, en particulier lorsqu’ils structurent un habitat majeur, ainsi une étude de gestion est nécessaire avant toute exploitation de biomasse valorisable.

6.

Cas d’étude: la Nouvelle-Calédonie 6.1.

Situation géographique et climatique

Située dans le Pacifique sud-ouest (18°-23° S et 162°-168° E), à l’est de l’Australie et au nord-est de la Nouvelle-Zélande, l’archipel de la Nouvelle-Calédonie est constitué d’une île principale d’environ 400 km de long et 60 km de large: la Grande-Terre, entourée des îles Loyauté, situées à l’est (principalement Ouvéa, Lifou, Tiga et Maré), de l’Ile des Pins au sud et des îles Béleps situées dans le Grand Lagon Nord qui s’étend jusqu’au Grand Passage. Au-delà vers le nord un ensemble d’îles coralliennes forment les récifs d’Entrecasteaux, tandis qu’à l’ouest à mi-chemin de l’Australie s’étale

58

Chapitre I. Introduction générale le vaste plateau corallien des Bellona-Chesterfield-Bampton. Au sud, les formations récifales de la Corne Sud à l’ouest et le complexe récifal de l’Ile des Pins à l’est délimitent le Grand Lagon Sud (Fig. I.10). La Nouvelle-Calédonie est bordée à l’ouest par la Mer de Corail et à l’est par l’océan Pacifique. La Grande-Terre est entourée d’un lagon considéré comme le plus grand du monde, avec une superficie approximative de 19 000 km². La barrière récifale qui l’entoure est considérée comme la deuxième plus longue du monde, avec environ 1 600 km de récif linéaire continu (Andréfouët et Torres-Pulliza 2004). A la limite entre zone intertropicale et tempérée, la Nouvelle-Calédonie est caractérisée par un climat tropical, avec deux saisons marquées: une saison chaude et pluvieuse de minovembre à mi-avril, et une saison fraîche et sèche de mi-mai à mi-septembre. Les Alizés soufflant d’est à sud-est sont largement dominants et très souvent forts (> 35 km/h). Des vents d’ouest sont également fréquents durant la saison fraîche et lors de dépressions ou de cyclones. Les conditions climatiques qui baignent la Nouvelle-Calédonie sont résumées dans l’article de synthèse de Maes et al. (2007) (www.ird.c/biodec). 6.2.

Diversité d’habitats récifo-lagonaires

La richesse géomorphologique du lagon et des récifs néo-calédoniens est à l’origine d’une grande diversité d’habitats et de communautés benthiques. Travaillant sur la base d’images satellitaires, Andréfouët et al. (2007) utilisent une typologie appelée « Millenium » pour décrire la diversité des complexes récifaux néo-calédoniens. Les classes morphologiques de la typologie Millenium ont été choisies de manière à refléter, non seulement les processus géomorphologiques, mais aussi et principalement la diversité d’habitats destinée à plusieurs applications dont l’étude de la biodiversité. Ainsi, la Grande-Terre est considérée comme un continent alors que l’Ile des Pins, Balabio, Yandé et les Beleps sont décrites comme des îles continentales, satellites de la Grande-Terre. Les récifs d’Entrecasteaux et les îles Maré, Lifou et Tiga sont reconnus comme des îles océaniques. Finalement, Ouvéa qui possède un grand lagon avec une couronne soulevée et des îlots, est reconnue comme un atoll océanique. Andréfouët et al. (2007) considèrent la Nouvelle-Calédonie comme une région présentant une des diversités récifales les plus complexes au monde. Cette diversité inclut des récifs océaniques et continentaux qui forment des îles, des atolls, des banquettes, des récifs soulevés, des récifs immergés, des récifs frangeants, des récifs-barrières, des récifs en patch (isolés), et des lagons profonds ou peu profonds. Ces récifs montrent des expositions hydrodynamiques, des distances à la côte et des profondeurs variées. La diversité géomorphologique des récifs et lagons néo-calédoniens est décrite dans l’article de synthèse de Andréfouët et al. (2007, www.ird.nc/biodec). La diversité des récifs et lagons tient également à l’histoire géologique complexe de la Nouvelle-Calédonie résumée par Pelletier (2007, www.ird.nc/biodec).

59

Chapitre I. Introduction générale 0°

A ILES SALOMON 8°S

PAOUASIE NOUVELLE GUINEE 16°S

VANUATU FIDJI

24°S

NOUVELLE-CALEDONIE ZEE

AUSTRALIE

NORFOLK 32°S

NOUVELLE ZELANDE 150°E

40°S

160°E

170°E

180°W

B

NOUVELLE-CALEDONIE 18°S

VANUATU

Récifs D'Entrecastaux Iles Belep Iles Chesterfield

Ile

sl

21°S

Gr

an

Récifs Bellona

de

Ouvéa Lifou

Te r

164°E

160°E

au

tés

Maré

re

156°E

oy

Matthew

Ile des Pins

Hunter

168°E

172°E

24°S

Fig. I.10. Situation géographique (A) de la Zone Economique Exclusive (ZEE, ligne pointillée) de Nouvelle-Calédonie, et (B) des îles et récifs néo-calédoniens.

6.3.

Biodiversité des récifs et lagons néo-calédoniens

A l’occasion d’un forum sur la Biodiversité des écosystèmes coralliens (BIODEC) en 2007 (www.ird.nc/biodec), la biodiversité néo-calédonienne marine recensée à nos jours a été évaluée à 9372 espèces, appartenant à 3582 genres et 1107 familles différentes (Payri et Richer de Forges 2007) (Tableau I.4). Néanmoins, cet inventaire représente seulement la biodiversité connue et de nombreuses espèces restent à recenser et à décrire. Beaucoup de groupes sont encore mal échantillonnés et insuffisamment étudiés, en particulier, les fonds durs coralliens des récifs intermédiaires et surtout les pentes externes du récif-barrière (Payri et Richer de Forges 2007). Sur la base de la littérature disponible mais également de nouvelles collectes, Payri (2007) a recensé 443 espèces de macrophytes

60

Chapitre I. Introduction générale pour la Nouvelle-Calédonie, représentant 62 familles et 185 genres. Cependant, ceci n’est qu’une vision partielle de la diversité réelle puisque de récentes et importantes collections provenant de régions encore jamais étudiées (Côte Oubliée, Chesterfield, Bellona, récifs D’Entrecasteaux) sont en cours d’étude (Payri 2007). Tableau I.4. Diversité faunistique et floristique marines de Nouvelle-Calédonie d’après Payri et De Forges (2007). Taxa Familles Genres Mangroves flora 16 26 Foraminifera 99 226 Marine macrophytes 64 191 Porifera 54 94 Hydrozoa 16 34 Actinia 2 10 Ceriantha 2 2 Antipatharia 5 8 Stylasterida 1 12 Zoantharia 3 7 Alcyonaria 8 20 Gorgonacea 13 45 Scleractinia 17 66 Bryozoa 85 190 Brachiopoda 3 3 Phoronida 1 2 Fish parasites 28 70 Polychaeta 34 145 Mollusca 160 669 Pycnogonida 9 24 Copepoda 45 119 Isopoda 16 54 Ostracoda 16 47 Amphipoda 58 121 Cirripedia 20 53 Caridea 13 70 Peneoidea 6 30 Macroura 2 7 Thalassinidea 8 14 Galatheoidea 2 24 Paguroidea 4 27 Brachyura 42 268 Stomatopoda 9 35 Echinodermata 61 135 Tunicata 12 86 Fish 152 596 Sea-Snakes 1 7 Sea turtles 2 3 Sea birds 11 24 Sea mammals 7 18 Total 1107 3582 1 , Références issues de Payri et De Forges (2007).

6.4.

Espèces 34 585 454 149 109 13 5 21 49 11 173 93 310 407 4 4 130 286 2151 74 313 83 70 198 166 154 102 12 26 141 90 552 62 257 290 1695 15 4 55 25 9372

Auteurs1 J. Munzinger & M. Lebigre J-P. Debenay & G. Cabioch C. Payri J. Hooper & M. Schlacher-Hoenlinger N. Gravier-Bonnet D. Fautin T. Molodtsova T. Molodtsova A. Lindner F. Sinniger L. Van Ofwegen M. Grasshoff M. Pichon D. Gordon A. Bittner C. Emig J.L. Justine F. Pleijel P. Bouchet et al. R. Bamber G. Boxshall & R. Huys N. Bruce L. Kornicker & R. Maddox J. Lowry D. Jones T.Y. Chan A. Crosnier T.Y. Chan P. Worschak E. MacPherson P. MacLaughlin B. Richer de Forges & P. Ng S. Ayhong N. Ameziane F. Monniot R. Fricke & M. Kulbicki I. Ineich D’Auzon J. Spaggiari et al. C. Garrigue

Etat des connaissances sur les espèces de Sargassum de la Nouvelle-Calédonie

En Nouvelle-Calédonie, les sargasses forment des grandes algueraies dans le lagon et structurent un des habitats majeurs pour de nombreuses espèces (Rossier et Kulbicki 2000). Néanmoins il n’existe pas de données concernant leur distribution, leur biologie ou leur écologie. Les premières collections

61

Chapitre I. Introduction générale phycologiques disponibles pour la Nouvelle-Calédonie datent de la seconde moitié du 19ème siècle et la première liste d’espèces de Sargassum néo-calédoniennes datent des travaux de Grunow (1915, 1916a, b). Ces travaux recensent 25 taxons et sont basés sur l’étude des collections propres de l’auteur en 1884, principalement aux abords de la capitale Nouméa (sud-ouest de la Grande-Terre), ainsi que les collections de E. Vieillard et B. Balansa réalisées entre 1850 et 1872 provenant pour la majorité du sud-ouest et de l’est de la Grande-Terre. Par la suite, Catala (1950) et May (1953, 1966) listent 15 taxons supplémentaires basés sur des spécimens collectés par Mme. Catala à l’anse Vata et à l’îlot Canard situés dans le lagon de Nouméa. Dans leur catalogue des algues de Nouvelle-Calédonie, Garrigue et Tsuda (1988) recensent seulement 28 taxons à partir des études précédemment publiées, considérant partiellement les travaux de Grunow (1915, 1916a,b). Enfin, Noro et Abbott (1994) identifient cinq taxons de plus d’après l’étude de la collection de G. Valet. Au total 45 épithètes différentes sont attribuées aux sargasses de Nouvelle-Calédonie. Aucune étude taxonomique n’a encore réévalué ces taxons, néanmoins Payri (2007) recommande que les listes disponibles soient révisées. De manière générale pour la région Sud du Pacifique et en particulier pour la NouvelleCalédonie, l’identification au niveau spécifique est compliquée par le manque de connaissances des populations de sargasses à l’échelle de la région et par l’absence de clefs d’identification au niveau spécifique. Lorsque ces clefs d’identification existent, elles sont généralement anciennes, peu précises et par conséquent l’identification des espèces est souvent incertaine.

62

Chapitre I. Introduction générale 7.

Problématiques et objectifs de la thèse

Les différents points abordés dans cette introduction soulignent l’intérêt du genre Sargassum en tant que groupe taxonomique, son rôle écologique et son potentiel économique. Néanmoins, La polymorphie du genre est à l’origine d’ambiguïtés taxonomiques depuis sa description par C. Agardh en 1820. Depuis de nombreux taxons ont été décrits et il apparaît évident que les 839 taxons listés par Guiry et Guiry (2008) ne sont pas tous actuels. Un tiers d’entre-eux sont d’ailleurs déjà considérés comme synonymes ou au statut incertain (Guiry et Guiry 2008). La Nouvelle-Calédonie représente un des hot-spots de la biodiversité du genre Sargassum, mais les listes d’espèces disponibles sont fragmentaires, anciennes et incomplètes, et leur distribution est mal connue. De plus, en NouvelleCalédonie, les sargasses forment de grandes algueraies mais il n’existe aucune étude traitant de leur importance écologique ou de leur potentiel économique. Dans ce contexte plusieurs questions se posent: - Quelle est la réelle diversité du genre Sargassum en Nouvelle-Calédonie ? - Quelles sont l’étendue et la biomasse des algueraies de Nouvelle-Calédonie ? - Comment les espèces sont-elles distribuées géographiquement ? Afin de répondre à ces questions, quatre objectifs principaux ont été fixés à cette thèse: 1/ Réévaluer la diversité spécifique du genre Sargassum en Nouvelle-Calédonie. 2/ Evaluer la diversité, la biomasse, la distribution et l’étendue des algueraies à Sargassum spp. dans le lagon Sud-Ouest de Nouvelle-Calédonie. 3/ Réévaluer la diversité spécifique du genre Sargassum dans les autres îles du Pacifique Sud afin de décrire la distribution des espèces dans cette région. 4/ Proposer des révisions de la classification afin de résoudre les ambiguïtés taxonomiques rencontrées.

63

64

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales

CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES GENERALES

65


66

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales 1.

Sites d’étude en Nouvelle-Calédonie et dans le Pacifique Sud

Les sites d’étude ciblés au cours de la thèse sont représentés sur la Fig. II.1. Les campagnes d’échantillonnage et les collections correspondantes sont détaillées dans la partie relative au matériel étudié (chapitre II.2. ci-après).

Fig. II.1. Origine géographique des collections disponibles pour le Pacifique.

2.

Matériel étudié 2.1.

Collections historiques 2.1.1.

La collection A. Grunow

En Nouvelle-Calédonie, les premières collections phycologiques sont celles de E. Vieillard, chirurgien de la Marine Nationale basé successivement à Balade, Wagap, Canala, et Gatope de 1855 à 1860 et de 1863 à 1867. De 1869 à 1872, B. Balansa, un naturaliste français envoyé en mission en NouvelleCalédonie par le Muséum national d’histoire naturelle de Paris, a également échantillonné plusieurs localités de la côte est et du sud de la Grande-Terre. Les collections de ces collecteurs sont conservées principalement au Muséum national d’histoire naturelle de Paris (PC) mais on trouve également quelques spécimens au Naturhistorisches Museum de Vienne (W). Ces spécimens ont été étudiés principalement par l’autrichien A. Grunow (Grunow 1915, 1916a, b) qui a lui-même constitué une collection (conservée à W) relativement abondante en Nouvelle-Calédonie en 1884. Les collections de Sargasses annotées par A. Grunow de Nouvelle-Calédonie (Grunow 1915, 1916a, b) et celles disponibles pour les autres îles du Pacifique Sud (Grunow 1874, 1889) que nous avons étudiées, ont été prêtées par les conservateurs de W, U. Passauer puis A. Ingersheim (spécimens ou numérisation à

67

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales haute résolution des planches d’herbier). Plus d’une soixantaine de spécimens originaires de la Nouvelle-Calédonie, l’Australie, la Nouvelle-Zélande, la Polynésie française et les îles Samoa ont été étudiés. 2.1.2.

La collection C. et J. Agardh

La majorité des spécimens types des espèces de Sargassum décrites par C. et J. Agardh (C. Agardh 1820, 1824, J. Agardh 1848, 1889) est conservée dans l’Herbarium du Botanical Museum de Lund (LD) en Suède. La collection ancienne et fragile n’a pu être empruntée et l’étude a été réalisée au cours d’une mission de 10 jours sur place grâce à l’accueil du conservateur P. Lassen. La totalité de la collection a été consultée, plus de 200 spécimens d’intérêt pour l’étude du genre Sargassum (tous sous-genres confondus) dans le Pacifique Sud ont été photographiés et répertoriés. Les spécimens types de nombreux taxons ont été identifiés grâce aux ouvrages de C. et J. Agardh (C. Agardh 1820, 1824, J. Agardh 1848, 1889). 2.1.3.

La collection W.A. Setchell et W.R. Taylor

La collection des îles Salomon de W.A. Setchell (Setchell 1935b) et les collections des îles Galapagos de W.A Setchell (Setchell 1937) et de W.R. Taylor (Taylor 1945), conservées dans l’herbarium de l’Université de Californie à Berkeley (UC Berkeley), ont été étudiées grâce à des images numérisées haute résolution des planches d’herbier fournies par la conservatrice K.A. Miller. 2.1.4.

La collection de Madame Catala

La collection de Madame Catala est composée de spécimens collectés en Nouvelle-Calédonie principalement à Nouméa à proximité de l’anse Vata et de l’île aux canards. Cette collection a été étudiée en détail par V. May (May 1953, 1966), elle est conservée dans l’herbarium du Royal Botanic Garden de Sydney (NSW). Les spécimens de Sargassum annotés par Madame Catala et V. May ont été étudiés grâce à des images numérisées haute résolution des planches d’herbier fournies par A. Millar, conservateur au Royal Botanic Garden. 2.1.5.

La collection du Muséum national d’histoire naturelle de Paris

La collection de Sargassum de l’Herbarium de cryptogamie du Musée national d’histoire naturelle de Paris (PC) a été étudiée sur place en janvier 2005 (Collection générale, Collection Montagne, Collection Thuret) et grâce à l’envoi de nombreuses images haute résolution des planches d’herbier, par le conservateur de l’herbier, B. de Reviers. L’Herbarium de cryptogamie abrite en particulier les collections de Montagne et Bory de Saint-Vincent mais également les collections de Vieillard et Balansa annotées par Grunow, et des exsiccatae d’autres collections comme celle des îles Salomons de Womersley et Bailey ou celle de Polynésie française de Setchell.

68

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales 2.1.6.

Autres collections anciennes

Plusieurs spécimens du British Museum de Londres (BM), et en particulier des types de certaines espèces de Fucus de Turner (basionymes de plusieurs espèces de Sargassum), ont été empruntés grâce à la collaboration de la conservatrice J. Bryant. La collection de Sargassum du Trinity College de Dublin (TCD) a pu être étudiée dans sa totalité grâce à des photographies prises par F. Mineur lors d’une visite de l’herbier et à des images numérisées haute résolution fournies par les conservateurs J. Parnell et S. Penne. Une partie de la collection d’Inde de C.K. Greville (Greville 1850) a été numérisée et envoyée par A. Smith, le conservateur au Royal Botanic Garden d’Edinbourg (E). La collection de Sargassum du Muséum de Copenhague (C) a été visitée grâce à la collaboration de la conservatrice R. Nielsen. Elle contient plusieurs exsiccatae australiens de la collection de C. et J. Agardh, et polynésiens de la collection de W.A. Setchell. Les collections de Sargassum de Fidji de Garbary et Chapman ont également été prêtées par les conservateurs d’UBC (J. Whitton) et d’UC-Santa Barbara (D. Chapman). 2.2.

Spécimens types

De nombreux spécimens types ont été étudiés durant la thèse soit par l’examen direct des spécimens, sur place ou grâce à un prêt, soit à partir de images numérisées haute résolution des planches d’herbier. Une liste non exhaustive de tous les types examinés est donnée en Annexes I et II. La majorité des spécimens types du genre Sargassum sont conservés dans la collection de C. et J. Agardh à LD et de Turner à BM, de nombreux types se trouvent aussi dans les collections de Montagne et Bory de SaintVincent (PC), de Setchell (UC-Berkeley), de Greville (E), de Grunow (W), de Harvey (TCD), de Sonder (MEL) et de Taylor (UC-Berkeley). Les types d’autres auteurs ont été trouvés de façon plus ponctuelle dans divers herbaria tels que BISH, GB, L, MEL, NSW, NY, TCD, et US. La collection de C.K. Tseng et Lu Baoren conservée à AST (Quingdao, China) abrite de nombreux types, néanmoins, cette collection n’est accessible que sur visite car il n’y a pas de conservateur disponible pour traiter les prêts (envoi de spécimens ou d’images numérisées haute résolution). Des photographies de certains de ces types (spécimens entiers et de détails) ont été réalisées par P.O. Ang lors d’une mission sur place. 2.3.

Collections récentes

Plusieurs collections récentes sont conservées dans les herbaria de l’Université du Pacifique à Fidji (SUVA-A), du Bishop Museum à Hawaii (BISH), de l’Université de Polynésie française à Tahiti (UPF) et du Muséum de Nouvelle-Zélande à Wellington (WELT). Elles abritent de riches collections de spécimens collectés dans le Pacifique Sud au cours des 50 dernières années et concernent principalement: l’archipel de Cook, de Fidji, de Hawaii, de Polynésie française et des Samoa, la

69

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales Nouvelle-Zélande (île du Nord, îles Kermadec, îles Three Kings) l’île de Pâques, de Pitcairn, de Nauru, et de Wallis. 2.4.

Campagnes d’échantillonnage 2.4.1.

La Polynésie française

Les spécimens étudiés appartiennent à l’Herbarium de l’Université de Polynésie française (UPF). Il s’agit de 118 spécimens collectés au cours de campagnes réalisées dans l’archipel des Australes en 2002 par C. Payri et A. N’Yeurt et l’archipel de la Société en 2003 par C. Payri et V. Stiger. Pour la majorité des spécimens, des échantillons conservés dans du Silicagel sont disponibles. 2.4.2.

La Nouvelle-Calédonie

Pour l’inventaire des espèces de Nouvelle-Calédonie, plus de 200 stations ont été prospectées (L. Mattio et C. Payri) autour de la Grande-Terre, des îles Loyautés, de l’île des Pins et du plateau corallien des Bellona-Chesterfield. Les collectes ont été effectuées grâce aux moyens navigants de l’IRD de Nouméa au cours de sorties à la journée à bord des N.O. Coris, Diodon, Aldric (lagon sudouest principalement) ou en missions océanographiques de plusieurs semaines à bord du N.O. ALIS (île des Pins, îles Loyautés, Côte Oubliée, Bellona-Chesterfield). La collection phycologique de l’IRD de Nouméa abrite actuellement plus de 1000 spécimens de Sargassum et 200 échantillons conservés dans du Silicagel. 2.4.3.

Les îles Salomon

Au total, 74 spécimens de Sargassum ont été collectés par C. Payri au cours d’une mission « BSMSalomon1 » en juillet 2004 à bord du N.O. ALIS. La collection provenant essentiellement des îles Malaita et Nggela est conservée dans l’herbier phycologique de l’IRD de Nouméa. Une trentaine d’échantillons conservés dans du Silicagel sont disponibles. 2.4.4.

Le Vanuatu

La collection de Sargassum du Vanuatu a été échantillonnée au cours de l’expédition « Santo 2006 » sur l’île de Espíritù Santo août 2006 (L. Mattio et C. Payri). La collection constituée de huit spécimens d’herbiers et d’échantillons dans du Silicagel est conservée dans l’herbier phycologique de l’IRD de Nouméa. Cette collection représente la première disponible pour le Vanuatu, à l’exception d’un fragment de spécimen en mauvais état conservé au BM. Seuls quelques spécimens de Sargassum ont été collectés à Santo malgré un effort d’échantillonnage important. Les populations de sargasses semblent plus importantes à Efaté d’où quelques échantillons ont été collectés par C. Payri, et également à Tanna où des populations de sargasses ont été observées sur les récifs (obs. pers.).

70


Les îles Fidji

La collection de Sargassum de Fidji a été constituée au cours de deux missions concomitantes en juinjuillet 2007. L’une réalisée sur l’île de Viti Levu à l’USP (University of South Pacific) à Suva (L. Mattio) a permis d’explorer les récifs au sud et à l’ouest de l’île. L’autre effectuée à bord de N.O. ALIS a permis d’explorer les récifs de l’île de Vanua Levu (C. Payri). Des spécimens supplémentaires ont été collectés par T. Pickering sur l’île d’Ovalau. Au total 44 spécimens sont conservés dans l’herbier phycologique de l’IRD de Nouméa et 30 duplicata ont été déposés dans l’herbier phycologique de l’USP (SUVA-A). 2.5.

Réseau de collecteurs

Des spécimens de plusieurs localités du Pacifique ont été collectés par des collègues en NouvelleZélande, à Wallis, à l’Ile de Pâques et dans l’archipel Hawaiien. Ainsi une trentaine de spécimens collectés dans différentes îles de l’archipel Hawaiien ont été légués par T. Sauvage (janvier-mars 2007), 10 spécimens ont été ramassés à l’île de Pâques par S. Andréfouët, 10 spécimens de Sargassum de Wallis ont été collectés par C. Chauvet, et 12 échantillons de Nouvelle-Zélande ont été légués par W. Nelson.

3.

Analyses morphologiques

Le genre Sargassum est morphologiquement complexe et présente des caractères variables à différentes échelles (Kilar et al., 1992). Les caractères morphologiques traditionnellement utilisés pour l’identification des espèces du genre Sargassum ont été considérés. Il s’agit de l’allure générale du thalle, la forme du crampon, l’aspect du rameau (lisse, épineux, section ronde ou aplatie), la forme et l’aspect des feuilles (comprenant une description du pédoncule, du bord, de la nervure, de l’apex, des cryptostomates, de la texture et de la couleur) (cf. Fig. I.4.) [NB: autrefois appelées frondes, latérales, ou rameaux foliacés, le terme « feuille » est aujourd’hui de plus en plus utilisé, c’est ce terme qui est utilisé ici pour faire référence à l’organe F représenté sur la Fig. I.3], la forme des vésicules aérifères (cf. Fig. I.5.), la répartition des sexes (dioïque ou monoïque), la forme des réceptacles (lancéolés ou droits, lisses ou épineux, section ronde ou aplatie) (cf. Fig. I.6. et I.7.). Chaque spécimen collecté est décrit et classé, selon les caractères énumérés plus haut, par groupes de ressemblance morphologique (morphotype). Les organes (taille et forme) et les caractères utilisés pour la taxonomie du genre Sargassum

varient souvent au sein d’un même taxon (cf. Fig. I.8.) en fonction des conditions

environnementales (par exemple: substrat, profondeur, exposition à l’hydrodynamisme) et suivant la saison. Cette polymorphie intra-spécifique complique l’identification des taxons.

71

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales 4.

Analyses génétiques 4.1.

Laboratoires d’analyses

L’étude génétique s’est déroulée dans un premier temps au Laboratoire d’Ecophysiologie et de Biochimie des Halophytes et Algues Marines (LEBHAM), Université de Bretagne Occidentale, en collaboration avec le Dr. V. Stiger-Pouvreau. Ces techniques ont ensuite été développées à l’IRD de Nouméa dans les installations du Dr. P. Borsa (UR 128 CoRéus) ce qui a permis de poursuivre localement les études ADN. 4.2.

Méthodes d’analyses

Seuls les réceptacles ou les zones de croissance apicales (dans le cas de thalles non fertiles) ont été utilisés pour les analyses ADN. Ils ont été prélevés, dans la mesure du possible sur trois spécimens fraîchement récoltés, par groupe morphologique et par site de collecte, et conservés secs dans du Silicagel (Chase and Hills, 1991). Après broyage dans de l’azote liquide, l’ADN génomique a été extrait grâce au kit «DNeasy plant mini kit » (Qiagen GmbH., Hilden, Allemagne) selon les instructions du fabriquant. Les préparations d’ADN génomique obtenues ont ensuite été purifiées grâce au Kit « Geneclean III » (Qbiogen Inc., Carlsbad, CA, Etats Unis) afin d’éliminer un maximum de substances susceptibles d’inhiber l’amplification PCR (Polymérase Chain reaction) comme par exemple les Polyphénols. Une région cible de l’ADNr nucléaire, chloroplastique ou mitochondrial a ensuite été choisie et amplifiée par PCR (PTC-100, MJ Research, Inc.) grâce à des amorces oligonucléotides (marqueurs) spécifiques et adaptées d’après la littérature (Tableau II.1). Les protocoles de PCR sont détaillés au chapitre III.2.1. Les résultats de la PCR ont été visualisés par migration sur gel d’agarose (électrophorèse), les produits de PCR montrant un résultat positif ont ensuite été purifiés (Kit Geneclean III) puis envoyés pour séquençage à la société Macrogen (Corée, ABI 3730 XL Automated Sequencers). Les séquences d’ADN obtenues ont été alignées et comparées grâce au logiciel BioEdit (sequence alignment editor: Hall 1999). Des matrices de similarité sont produites

afin

de

trier

les

séquences

éventuellement

identiques.

Les

reconstructions

phylogénétiques ont été réalisées à partir de plusieurs méthodes, certaines basées sur les distances comme la méthode du plus proche voisin (Neighbour Joining: NJ, logiciel MEGA3, Kumar et al. 2004), d’autres sur l’état de caractères avec des méthodes de parcimonie (Maximum Parsimony: MP, logiciel MEGA3, Kumar et al. 2004), deux méthodes probabilistes ont également été testées, méthode du Maximum de vraisemblance (Maximum Likelihood: ML, logiciel PhyML,) et la méthode de

l’inférence

Bayésienne

(Bayesian

Inference:

BI,

logiciel

Mr

Bayes).

Les

arbres

phylogénétiques générés ont été enracinés par des séquences de Turbinaria ornata (Turner) J. Agardh (Phaeophyceae, Fucales) comme proposé par Phillips (1995) et Stiger et al. (2003). Afin d’évaluer la

72

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales robustesse des nœuds internes, des proportions de bootstrap (BP, Felsenstein 1985) ont été calculées pour 1000 réplicats pour les analyses NJ et MP, et 100 réplicats pour l’analyse ML. Les résultats suggèrent une (ou plusieurs) classification cladistique qui sera par la suite confrontée à la classification alpha-taxonomique. 4.3.

Choix des marqueurs ADN

Dans le but de sélectionner les marqueurs génétiques les plus appropriés pour l’étude du genre Sargassum, et en particulier de trouver un outil performant pour aider à la discrimination des espèces, plusieurs marqueurs de la littérature ont été testés (Tableau II.1). Tableau II.1. Marqueurs génétiques utilisés et amorces PCR testées, au cours de la thèse et références bibliographiques correspondantes. Marqueurs ITS-2 Nucléaire ITS-1/ITS-2 nad11 cox3 Mitochondrial cox1 atp8S

RubisCO

Chloroplastique tufA

psaA

4.3.1.

Amorces 5.8S-BF 25BR-2 F5 25BR-2 Mitnat11F Mitnat11R CAF4A CAR4A GAZF2 GAZR2 trnS-F trnS-R S97R chlrub-F chlrub-R L1 1F 3F CR rbcL3F RSPR APS1 APR1 psaA130F psaA970R psaA870F psaA1760R

Références Yoshida et al. 2000 Serrão et al. 1999 Yoshida et al. 2000 Coyer et al. 2002 Kogame et al. 2005 D. McDevit (com. pers) Voisin et al. 2005 J. Buchanan (com. pers.) Coyer et al. 2002 Philips 1998 Kogame et al. 2005 Rohfritsch et al. 2007

Yoon et al. 2002

Marqueurs nucléaires 9 ITS-1/5.8S/ITS-2 (Internal Transcribed Spacer)

Les ADNs ribosomaux nucléaires ITS-1 et ITS-2 ne sont pas des ARNs ribosomaux structuraux, ils évoluent plus vite que les gènes ribosomaux. Jousson et al. (1998), Olsen et al. (1998), Fama et al. (2000) et Durand et al. (2002) ont démontré l’utilité des séquences ITS-1/5.8S/ITS-2 pour discriminer différentes espèces de caulerpes en Méditerranée. Selon différents auteurs (Bakker et al. 1992, Alvarez

73

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales et Wendel 2003), la forte variabilité des régions ITS les rend utiles pour des comparaisons au niveau spécifique ou infra-spécifique. Différents auteurs ont également montré que ce marqueur permet d’obtenir une bonne résolution phylogénétique dans la famille Fucaceae (Serrão et al. 1999), dans le genre Fucus L. (Leclerc et al. 1998) mais également au niveau spécifique ou infra-spécifique (Leclerc et al. 1998, Coyer et al. 2002). D’autres études peuvent être citées à titre d’exemple, elles concernent différentes Phaeophyceae: Miller et al. (1999), Coyer et al. (2001), Kawai et al. (2001). Les séquences ITS-2 se sont avérées intéressantes pour comparer différentes espèces du genre Sargassum (sous-genre Bactrophycus) (Stiger et al. 2000, 2003) et pour décrire l’espèce S. boreale (Yoshida et al. 2000). Ce marqueur s’est également révélé utile dans l’étude intra-spécifique de Scytosiphon lomentaria (Lyngbye) Link (Kogame et al. 2005). De plus, des résultats préliminaires ont montré leur efficacité pour le sous-genre Sargassum de Nouvelle-Calédonie (L. Mattio et V. StigerPouvreau, étude préliminaire, Brest, janvier 2005). 4.3.2.

Marqueurs chloroplastiques 9 psaA (photosystem I P700 chlorophyll a apoprotein A1)

Cho et al. (2004) démontrent l’utilité des marqueurs chloroplastiques psaA et psbA pour la phylogénie des Phaeophyceae. Les auteurs ont publié une séquence pour Sargassum horneri (Turner) C. Agardh (seule séquence psaA disponible pour le genre Sargassum dans la Genbank), preuve que les amorces utilisées fonctionnent pour le genre Sargassum. La variabilité de ce marqueur au sein du genre est à explorer. Il existe a priori peu d’études utilisant le psaA chez les Phaeophyceae, à part celle de Cho et al. (2004). 9 tufA (facteur d’élongation TU) Le gène chloroplastique tufA code pour le facteur d’élongation TU. Ce marqueur est utilisé par Megumi et al. (1999) en complément du marqueur mitochondrial cox1 et du marqueur nucléaire rrns pour tenter de résoudre des ambiguïtés taxonomiques au sein des Phaeophyceae. Rohfritsch et al. (2007) l’utilisent au niveau infra-spécifique pour le genre Turbinaria J.V. Lamouroux. 9 RubisCO (Ribulose 1,5 bisphosphate carboxylase/oxygénase) Coyer et al. (2002) utilisent l’espaceur de la RubisCO (région intergénique entre la grande sous-unité rbcL et la petite sous-unité rbcS) en complément d’un autre marqueur chloroplastique, le nad11, au niveau infra-spécifique dans l’étude du genre Fucus. Kogame et al. (2005) utilisent également ce marqueur pour l’étude des Phaeophyceae. Phillips (1998) montre l’intérêt de la RubisCo pour la phylogénie du genre Sargassum dans le Pacifique. Phillips et Fredericq (2000) utilisent l’espaceur de la RubisCO et Phillips et al. (2005) utilisent un fragment plus long qui inclut une partie de la grande sous-unité de la RubisCO (rbcL, environ 520 pb), l’espaceur (environ 150 à 160 pb), et un fragment de

74

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales la petite sous-unité de la RubisCO (rbcS, environ 65 pb). Les auteurs démontrent l’intérêt de ce marqueur pour l’étude du genre Sargassum. 9 nad11 (NADH deshydrogenase) Coyer et al. (2002) utilisent ce marqueur en parallèle de la RubisCO au niveau infra-spécifique dans l’étude du genre Fucus. 4.3.3.

Marqueurs mitochondriaux 9 cox1 (Cytochrome oxydase 1)

Le marqueur cox1 a été utilisé en association avec tufA (chloroplastique) et le rrns (nucléaire) pour tenter de résoudre des ambiguïtés taxonomiques au sein des Phaeophyceae. Selon Megumi et al. (1999) ce marqueur est utile comme outil de reconstruction phylogénétique chez les Straménopiles. Le cox1 représenterait une solution efficace aux problèmes d’identification chez les animaux (Hebert et al. 2003), et pourrait également s’avérer approprié pour les rhodophytes marines (Saunders 2005). 9 cox3 (Cytochrome oxydase 3) Ce marqueur s’est révélé utile au niveau dans l’étude infra-spécifique de Scytosiphon lomentaria en association avec le marqueur ITS-2 (Kogame et al., 2005). Les auteurs utilisent également l’espaceur de la RubisCO (rbcLS). Le cox3 a été testé dans cette étude sur les conseils de K. Kogame qui avait obtenu des séquences pour le genre Sargassum avec les amorces publiées par Kogame et al. (2005). 9 atp8S (ATP synthetase complex) Voisin et al. (2005) utilisent deux régions intergéniques mitochondriales non codantes dans l’étude de la structure génétique des populations de Undaria pinnatifida (Harvey) Suringar. Il s’agit de l’atp8S et du trnW-I. Selon les auteurs ces régions sont hautement informatives au niveau infra-spécifique. 9 trnW-I (Intregenic Region between the tRNA genes) Ce marqueur correspond à l’intergène entre les régions codant pour l’ARN de transfert du tryptophane (trnW) et celui de l’isoleucine (trnI). Voisin et al. (2005) l’utilisent dans l’étude de la structure génétique des populations de Undaria pinnatifida, et par Rohfritsch et al. (2007), à un niveau infraspécifique, dans l’étude du genre Turbinaria. 4.3.4.

Sélection des marqueurs les plus appropriés

Des analyses préliminaires effectuées sur une série d’échantillons de Polynésie française et de Nouvelle-Calédonie ont permis de sélectionner trois marqueurs, chacun issu d’un des trois compartiments cellulaires. Il s’agit du marqueur nucléaire ITS-2 (séquence complète; couple d’amorces 5.8S-BF/25BR-2, Tableau II.1), du marqueur chloroplastique RubisCO (rbcL, séquence

75

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales partielle + espaceur, séquence complète + rbcS, séquence partielle; couple d’amorces: 3F/S97R, Tableau II.1) et du marqueur mitochondrial cox3 (séquence complète; couple d’amorces: CAF4A/CAR4A, Tableau II.1). Ces marqueurs ont été choisis selon quatre critères principaux: (i) au moins un marqueur dans chacun des trois compartiments cellulaires, (ii) une variabilité génétique maximum, (iii) une facilité d’amplification en PCR, et (iv) une disponibilité de séquences dans GenBank. Les autres marqueurs n’ont pas été plus considérés soit parce qu’ils présentaient des difficultés d’amplification (atp8S, trnW-I et nad11), que la variabilité des séquences était inférieure à celle des marqueurs sélectionnés (psaA), ou qu’ils généraient des résultats similaires aux marqueurs sélectionnés et qu’ils présentaient une rentabilité d’amplification peu satisfesante (cox1, tufA). 4.4.

Méthodes de reconstruction phylogénétiques

Il existe deux types principaux de reconstruction phylogénétique: l’un est basé sur les distances (par exemple la méthode du plus proche voisin) et l’autre sur l’état des caractères. Dans le second type on distingue les méthodes de parcimonie (maximum de parcimonie) et les méthodes probabilistes (maximum de vraisemblance, inférence Bayésienne). Au cours de la thèse les quatre méthodes cidessus ont été employées, les principes de chacune des méthodes et les tests utilisés pour évaluer leur niveau de confiance sont explicités ci-après. 4.4.1.

Méthode du plus proche voisin (NJ, Neigbor-Joining method)

Il existe différents modèles permettant d’estimer les distances entre séquences. Le plus simple consiste à déterminer la proportion de sites pour lesquels il existe une différence entre deux séquences; c’est la divergence nucléotidique brute. Cette distance correspond à la distance vraie uniquement si les séquences sont très proches et si le nombre de substitutions observées correspond au nombre de substitutions qui se sont réellement produites (c’est-à-dire s’il n’y a pas d’homoplasie). La méthode du plus proche voisin (NJ, Neighbor-Joining method, Saitou et Nei 1987) est un algorithme qui permet de prédire un cladogramme d’après une matrice de distance. Le principe est de regrouper successivement des paires de séquences selon leur similarité afin d’obtenir l’arbre phylogénétique le plus parcimonieux. L’algorithme procède de façon à minimiser la longueur totale des branches de l’arbre. Les logiciels MEGA3 (Kumar et al. 2004) puis MEGA4 (Tamura et al. 2007) ont été utilisés durant la thèse pour reconstruire des arbres phylogénétiques par la méthode du plus proche voisin. 4.4.2.

Méthode du maximum de parcimonie (MP, Maximum Parsimony method)

La procédure de parcimonie consiste à rechercher l’arbre le plus court, c’est-à-dire l’arbre avec le moins de pas. Un pas est un événement mutationnel (substitution, insertion/délétion). Cette méthode de reconstruction implique que chaque site évolue de manière indépendante. L’analyse ne prend en compte que les sites dits informatifs. Un site est dit informatif si pour la position considérée il existe

76

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales au moins deux nucléotides différents et que chacun d’eux est présent au moins deux fois. Pour chacun des sites, et pour une topologie donnée, les nucléotides des séquences ancestrales sont estimés, de même que le nombre minimum de substitutions nécessaires pour expliquer les différences observées. La somme de toutes ces valeurs, pour une topologie, constitue le nombre de pas, ou longueur d’arbre. La topologie pour laquelle la longueur d’arbre est la plus faible représente l’arbre le plus parcimonieux. Les logiciels MEGA3 (Kumar et al. 2004) puis MEGA4 (Tamura et al. 2007) ont été utilisés durant la thèse pour reconstruire des arbres phylogénétiques par la méthode du maximum de parcimonie. 4.4.3.

Méthode du maximum de vraisemblance (ML, Maximum Likelihood method)

La méthode du maximum de vraisemblance est une méthode de reconstruction phylogénétique qui évalue et choisit l’arbre (ordre des branchements et longueur des branches) qui prédit l’apparition des données observées avec une probabilité maximale (vraisemblance) sous un modèle évolutif donné. Les bases de toutes les séquences à chaque site sont considérées séparément et le logarithme de la vraisemblance est calculé pour une topologie donnée, en utilisant un modèle évolutif probabiliste. Ce logarithme est cumulé sur tous les sites et la somme est maximisée pour estimer la longueur de branche de l'arbre. Cette procédure est répétée pour toutes les topologies possibles et la topologie ayant la plus haute vraisemblance est choisie. La vraisemblance de l'arbre pour tous les sites est égale au produit des probabilités pour chaque site. Les arbres phylogénétiques de maximum de vraisemblance ont été construits à l’aide du logiciel PHYML (Guidon et Gascuel 2003). Le logiciel FINDMODEL (disponible en ligne: http://www.hiv.lanl.gov) a été utilié pour estimer le modèle d’évolution le plus approprié. Le modèle Tamura-Nei (1993) + G a ainsi été utilise pour les alignements des sequences ITS-2 et RubisCo, le modèle HKY (Hasegawa, Kishino et Yano) + G a été utilisé pour l’alignement des séquences cox3, et le modèle GTR (Général Time Reversible) + G + I a été utilisé pour l’analyse des séquences concaténées. 4.4.4.

Bootstrap

Il est possible d’estimer statistiquement le niveau de confiance d’un arbre phylogénétique produit par les méthodes du plus proche voisin (NJ), du maximum de parcimonie (MP) et du maximum de vraissamblace (ML) grâce à la méthode du bootstrap (Felsenstein 2004). La méthode du bootstrap a pour but d’estimer le niveau de confiance des relations entre taxons prédites par les méthodes de reconstruction phylogénétique. Le principe du bootstrap est de ré-échantillonner la matrice originale en remplaçant les caractères. Ceci revient à couper la matrice de données en colonnes individuelles de données et à en sélectionner une au hasard qui deviendra le premier caractère d’une nouvelle matrice de données. La colonne sélectionnée est ensuite remise dans le groupe de colonnes issues de la première matrice et une nouvelle colonne de données est tirée au hasard. Le processus est répété jusqu’à ce que la nouvelle matrice soit de la même taille que la matrice originale. Certains caractères

77

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales pourront donc être sélectionnés plusieurs fois alors que d’autres ne seront pas sélectionnés du tout. Ce processus de bootstrap est répété plusieurs fois, généralement entre 100 et 1000 fois, et des phylogénies sont reconstruites à chaque fois. Une fois la procédure de bootstrap terminée, un arbre consensus est construit à partir des arbres optimaux générés par chacun des 100 ou 1000 bootstraps. Le support de bootstrap indiqué, en pourcentage, pour chaque nœud de l’arbre consensus correspond au nombre de fois où ce nœud a été reconstruit durant la procédure de bootstrap. 4.4.5.

Méthode de l’inférence Bayésienne (BI, Bayesian Inference method)

L’inférence Bayésienne est une inférence statistique dans laquelle une évidence ou des observations sont utilisées afin de mettre à jour, ou d’inférer de nouveau, une probabilité que l’hypothèse puisse être vraie. En d’autres mots, en phylogénie, l’inférence Bayésienne permet de calculer la probabilité qu’un arbre phylogénétique soit correct/vrai compte tenu d’un certain nombre d’informations. Le nom de cette inférence « Bayésienne » vient de l’utilisation fréquente du théorème de Bayes dans le processus de l’inférence. Le théorème de Bayes est dérivé du travail du Révérant et mathématicien anglais T. Bayes. Le programme utilisé durant la thèse pour reconstruire des arbres phylogénétiques par inférence Bayésienne est MrBAYES (Huelsenbeck et Ronquist 2001). Ce programme prédit l’inférence Bayésienne de phylogénie par l’utilisation d’un variant de la chaîne Monte Carlo de Markov.

5.

Concepts taxonomiques et démarches utilisés 5.1.

Concepts d’espèce 5.1.1.

Les concepts d’espèce classiques

L’espèce est couramment reconnue comme l’unité de base de la taxonomie, pourtant il est difficile de définir la notion d’espèce. Il y a près d’un siècle et demi, Darwin (1859) relatait les difficultés liées à la définition du terme « espèce » avec les mots suivants: « Nor shall I here discuss the various definitions which have been given of the term species. No one definition has as yet satisfied all naturalists; yet every naturalist knows vaguely what he means when he speaks of a species”. Pour Hey (2006), il n’existe a priori toujours pas de concept d’espèce consensus à ce jour parmi la vingtaine de concepts trouvée dans la littérature. Ceci serait dû en particulier au fait que le concept d’espèce dépend principalement des taxons considérés et des caractères observables (Manhart et McCourt 1992). D’après Reviers (2003), « le critère d’espèce n’a donc pas de valeur absolue et relève autant de la philosophie que de la biologie ». Dans ce contexte, il est inquiétant de réaliser que la façon de philosopher - et donc d’aborder le concept d’espèce pour un genre en particulier – dépend probablement de l’éducation et de la culture du phycologue. Deux concepts classiques d’espèces sont néanmoins à noter: le concept d’espèce « biologique » et le concept d’espèce « morphologique ».

78


9 Le concept d’espèce biologique Le concept d’espèce « biologique » est discuté par Mayr (1963). Dans ce concept, appartiennent à une même espèce, tous les individus de populations qui se reproduisent entre elles, ou peuvent potentiellement se reproduire entre elles, et donner naissance à une génération fertile. Des espèces différentes sont alors reconnues par leur isolement reproductif. Néanmoins, pour les algues, ce concept semble difficilement applicable et il existe aussi bien des espèces répondant au concept d’espèce « biologique » (ex. des espèces d’Ectocarpus, Müeller et Eichenberger 1995) que des espèces capables d’hybridation (ex. des espèces de Fucus, Engel et al. 2005). Dans le cas du genre Fucus, même si l’hybridation entre deux espèces est possible naturellement quand elles sont en sympatrie, leur système de reproduction divergeant (monoïque vs dioïque) est probablement responsable du maintien de l’intégrité de chacune des espèces (Engel et al. 2005). Selon Reviers (2003), la difficulté d’appliquer le concept d’espèce « biologique » chez les macroalgues est liée à la complexité de leurs cycles de reproduction et de culture en laboratoire. Des méthodes de génétique des populations, par exemple, pourraient permettre de mesurer les flux géniques entre populations et donc éventuellement de rechercher la présence ou non d’infertilité. Cette alternative pourrait permettre d’éviter de décrire de nouvelles espèces sur la base de variants morphologiques inhabituels résultants seulement de paramètres environnementaux particuliers (Revier 2003). 9 Le concept d’espèce morphologique Pour Wattier et Maggs (2001), chez les macroalgues, la taxinomie au niveau spécifique est basée sur le concept d’espèce « morphologique », c'est-à-dire la détection de caractères morphologiques discontinus. Ainsi un spécimen appartient à une espèce donnée dès lors qu’il montre une morphologie comprise dans le gradient (borné) de variations morphologiques de cette espèce. Cronquist (1988) définit les espèces comme étant « … the smallest groups that are consistently and persistently distinct and distinguishable by ordinary means. ». Le concept d’espèce « morphologique » présente plusieurs avantages (i) un aspect pratique et pragmatique qui permet d’adapter les techniques d’identification et les limites des espèces au taxon étudié, (ii) la nécessité que les espèces soient morphologiquement distinctes implique un certain degré d’isolement reproductif, et ainsi englobe dans une certaine mesure le concept d’espèce « biologique », et (iii) la reconnaissance de tous les caractères morphologiques et de leurs variations phénotypiques. Néanmoins, délimiter une espèce reste complexe car il est difficile d’évaluer toutes les variations morphologiques infra-spécifiques liées par exemple à un dimorphisme sexuel, aux différents stades de vie, ou aux conditions environnementales. Selon Wattier et Maggs (2001), les données génétiques (séquences ADN, arbres phylogénétiques, etc.) permettent de tester les limites morphologiques des espèces et éventuellement de les réévaluer.

79


Le concept d’espèce phylogénétique

Baum (1992) propose deux types de concept d’espèces « phylogénétiques »: (i) dans le premier, une espèce correspond à un groupe d’organismes qui possèdent au moins un caractère diagnostique commun (morphologique, biochimique ou moléculaire), (ii) et, dans le second, une espèce doit être un ensemble monophylétique et partager un ou plusieurs caractère(s) dérivé(s). Une espèce peut donc être définie de deux façons, (i) soit elle regroupe tous les descendants d’un ancêtre commun y compris cet ancêtre commun, (ii) soit elle regroupe des organismes plus proches les uns des autres que de n’importe quel autre organisme (Baum 1992). Selon Mallet (1995), le concept d’espèce « phylogénétique » implique que deux groupes d’individus dont l’histoire évolutive est suffisamment différente pour générer deux groupes génétiques monophylétiques distincts, puissent être considérés comme des espèces différentes. Ceci est applicable si les deux groupes d’individus étudiés sont en sympatrie. Dans le cas contraire, la différentiation génétique peut potentiellement être liée à l’isolement géographique de deux populations appartenant à la même espèce, et la décision de considérer une ou deux espèces reste arbitraire (suivant que l’on considère leur histoire évolutive suffisamment éloignée ou non). D’après Mallet (1995), l’aspect le plus important du concept d’espèce « phylogénétique » réside dans le fait qu’une espèce peut être affectée par les flux géniques, la sélection et l’histoire, plutôt que d’être définie par ces processus. Il est ainsi possible de discuter l’origine du maintien d’un groupe génétique (continuité géographique, flux géniques, sélection, dérive, mutations). Le projet de « Barcoding » génétique du monde vivant repose sur le concept d’espèce « phylogénétique ». Hebert et al. (2003) démontrent qu’il est possible d’identifier de façon précise et fiable plus de 200 espèces de lépidoptères grâce au séquençage du gène mitochondrial cox1. Saunders (2005) démontre également que le code barre du cox1 est efficace pour discriminer plusieurs espèces appartenant à des genres différents de Rhodophyceae. Néanmoins il apparaît que la méthode du code barre ne peut être dissociée des techniques d’alpha-taxonomie traditionnelles et représente finalement plus un outil de taxonomie supplémentaire qu’une méthode universelle (Saunders 2005, Schander et Willassen 2005). Le concept d’espèce « phylogénétique » ne peut donc pas être dissocié d’un autre concept d’espèce classique (Manhart et McCourt 1992). 5.1.3.

Le concept d’espèce utilisé pour la taxonomie du genre Sargassum

Au vu de la littérature, le concept d’espèce pour le genre Sargassum n’a pas encore été discuté et il n’existe a priori pas d’étude relatant d’expérience d’hybridation pour le genre. Il apparaît néanmoins évident que c’est le concept d’espèce morphologique qui a été le plus souvent considéré. Cependant, l’importante variabilité morphologique reconnue pour le genre, dépendante des conditions environnementales, rend floues les limites des espèces. L’application du concept d’espèce morphologique dans ces conditions est sans aucun doute responsable du nombre pléthorique de taxons de Sargassum décrits à ce jour (cf. chapitre I.3.5.1). Dans ce contexte, et sur les suggestions de

80

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales Wattier et Maggs (2001), il a été choisi d’utiliser le concept d’espèce morphologique couplé à l’analyse de caractères génétiques. Néanmoins, les limitations de l’interprétation des données génétiques ne sont pas encore maîtrisées et il est difficile de définir jusqu’à quel point les données génétiques fournissent des caractères diagnostiques pour l’identification des espèces. En conséquence, l’identification des espèces s’est appuyée avant tout sur les résultats des analyses morphologiques, et les données ADN ont été utilisées pour tester la monophylie et les limites morphologiques des taxons. 5.2.

Démarche utilisée pour l’identification des espèces

L’étude taxonomique a été développée selon quatre volets principaux: (i) Une étude alpha-taxonomique du ou des spécimens à identifier, basée sur la description des caractères morphologiques ayant traditionnellement valeur taxonomique pour distinguer les espèces (cf. chapitre II.3) afin de définir des groupes d’individus de morphologie similaire (morphotypes). (ii) Une étude des séquences ADN (trois marqueurs) des spécimens à identifier. (iv) Une confrontation des études morphologiques et ADN afin de comparer les morphotypes définis en (i) et les clades obtenus en (ii), et dans le but de résoudre éventuellement les difficultés de discrimination taxonomique rencontrées au premier volet. (iii) Une analyse bibliographique couplée à l’étude des spécimens types et « vouchers » pour l’identification spécifique des morphotypes définis au volet (i) et éventuellement confirmés au volet (ii). 5.2.1.

Analyse morphologique, définition des morphotypes

Dans un premier temps, les spécimens à identifier sont triés par groupes de ressemblance morphologique - ou morphotypes. Les caractères morphologiques concernés sont ceux détaillés au chapitre II.3 et correspondent aux caractères d’importance taxonomique traditionnels pour identifier des entités taxonomiques telles que les espèces ou les rangs inférieurs. Pour chaque morphotype ces caractères sont décrits, voire schématisés, de façon précise selon les différents variants illustrés au chapitre II.3. Les morphotypes ont été considérés ici comme des groupes de spécimens morphologiquement similaires, exhibant des caractères d’importance taxonomique (cf. chapitre II.3.) compris dans un gradient de variations morphologiques, et qui pourraient représenter une entité taxonomique correspondant à l’espèce ou à un rang inférieur. Le gradient de variations morphologiques est défini d’après les spécimens examinés, selon le polymorphisme observé aux niveaux intra-individuel, et intra- et inter-populationnel, en prenant en compte autant que possible les variations ontogéniques et phénotypiques.

81


Analyses génétiques, définition des clades

Dans la mesure du possible, les spécimens classés par morphotypes au chapitre II.3 ont été séquencés (ITS-2, RubisCO et cox3, cf chapitre II.4.3.4) et leur phylogénie a été reconstruite (cf. chapitre II.4.4), soit individuellement pour chaque marqueur, soit de manière concaténée, c'est-à-dire en prenant en compte l’information génétique des trois marqueurs dans une même analyse. Les arbres phylogénétiques, ou cladogrammes, résultants représentent graphiquement des hypothèses de processus évolutifs en fonction des données disponibles (ici des séquences d’ADN issues des trois compartiments cellulaires). Le clade, nom dérivé du Grec ancien « Klados » qui signifie « branche », constitue une entité monophylétique d’un cladogramme et représente donc un groupe taxonomique (en phylogénie) contenant tous les descendants d’un seul ancêtre commun. En d’autres mots, un clade phylogénétique est un ensemble monophylétique de séquences regroupées selon leurs similarités et leurs histoires évolutives. 5.2.3.

Confrontation des données morphologiques et génétiques

Ici, la congruence entre les regroupements des spécimens effectués par l’analyse de la morphologie (morphotypes) et ceux obtenus par l’analyse des séquences ADN (clades phylogénétiques) est évaluée. Ainsi, la confrontation des données morphologiques et moléculaires permet de proposer une hypothèse d’évolution des états de caractères morphologiques et donc d’évaluer leur valeur systématique. Deux issues principales sont possibles: (i) Il y a congruence entre les morphotypes et les clades phylogénétiques, c'est-à-dire que l’examen des caractères morphologiques traditionnels permet le même regroupement que l’analyse des séquences ADN – le morphotype est monophylétique. (ii) Il n’y a pas congruence entre les morphotypes et les clades phylogénétiques. Dans ce cas deux interprétations sont possibles. Æ Soit les membres d’un morphotype sont représentés dans des clades phylogénétiques distincts – le morphotype est polyphylétique ou paraphylétique. Dans ce cas, un retour à l’observation de la morphologie peut permettre de mettre en évidence (i) de nouveaux caractères morphologiques dont la valeur taxonomique n’était pas suspectée, ou (ii) des variations morphologiques qui avaient été interprétées à tort comme du polymorphisme infra-spécifique. Æ Soit tous les membres de plusieurs morphotypes se regroupent dans un seul clade. Dans ce cas, deux situations sont possibles: (i) les variations morphologiques interprétées comme des variations interspécifiques et ayant conduit à l’identification de plusieurs morphotypes sont en réalité des variations infra-spécifiques, ou (ii) le marqueur ADN utilisé ne présente pas suffisamment de variabilité génétique pour distinguer les différents morphotypes qui sont en revanche bien différenciés au niveau morphologique. L’analyse des résultats de la confrontation morphologique et ADN est dépendant du groupe taxonomique et des marqueurs ADN étudiés. L’étude ADN ne peut pas a priori se substituer à une

82

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales étude taxonomie morphologique traditionnelle, elle peut en revanche mettre en évidence des incohérences dans l’interprétation des caractères morphologiques, et représente à ce titre un caractère supplémentaire à considérer dans la délimitation des espèces. 5.2.4.

Identification des espèces

L’identification au niveau spécifique des groupes monophylétiques de spécimens, définis au paragraphe précédent, est effectuée en plusieurs étapes qui requièrent (i) une pré-identification grâce aux données de la littérature (ouvrages de systématique, clefs d’identification, flores et inventaires), (ii)

une confirmation de l’identification grâce à l’analyse des diagnoses originales des espèces

suspectées et à l’examen des spécimens types correspondants. 9 Pré-identification Une première approche de l’identification est basée sur les critères morphologiques. Elle est réalisée grâce à la littérature et aux clefs d’identification disponibles. Il s’agit essentiellement de la collection « Taxonomy of Economic Seaweeds » éditée par I. Abbott et des travaux de Pham–Hoang (1967), Womersley (1987), Dai (1997), etc.; mais également de nombreuses autres références listées au chapitre III, en fonction de la localité géographique étudiée. Durant cette étape de « préidentification » toutes les identifications plausibles sont envisagées. 9 Confirmation de l’identification L’identification se poursuit par l’étude des diagnoses originales de chaque espèce pré-identifiée. Les travaux recensant la majorité des diagnoses du genre Sargassum sont ceux de C. Agardh (1820, 1824), Bory de Saint-Vincent (1828), Montagne (1843, 1845), J. Agardh (1848, 1889), Greville (1850), Sonder (1871), Grunow (1915, 1916), Setchell (1926, 1931, 1933, 1935b, c). Une analyse critique des descriptions de chaque espèce a souligné la nécessité d’examiner les spécimens types - spécimens à partir desquels les diagnoses ont été établies – et dans la mesure du possible des spécimens provenant de la localité type. En effet, les diagnoses originales en latin (ou protologues) sont souvent succinctes, incomplètes et peu précises et ne reflètent souvent que d’une manière très imparfaite et suggestive l’aspect des spécimens (obs. pers.). Une comparaison directe des spécimens types avec les spécimens à identifier a donc été réalisée chaque fois que cela a été possible. Dans ce sens, une banque d’images de spécimens types (photographies globales et de détails prises lors des visites dans les herbiers – si autorisé – ou images numérisées haute résolution des planches d’herbier) a été constituée tout au long de la thèse (Annexes I et II).

83

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales 5.3.

Révision taxonomique 5.3.1.

Désignation des types 9 Types d’espèce et de taxons infra-spécifiques

Le type du nom d’une espèce ou d’un taxon infra-spécifique (sous-espèce, variété, forme) est soit un spécimen conservé dans un herbarium soit une illustration (CINB Art. 8.1). Un type nomenclatural n’est pas nécessairement le spécimen ou l’illustration le plus typique ou le plus représentatif d’une espèce ou d’un taxon infra-spécifique (CINB Art. 7.2), néanmoins, il est attaché à son épithète de façon définitive et il règle automatiquement l’application du nom correspondant (CINB Art. 9.1). La désignation d’un spécimen type lors de la description d’un nouveau taxon n’est obligatoire que depuis le 1er janvier 1958 (CINB art. 37.1). Le genre Sargassum a été décrit près d’un siècle et demi plus tôt par C. Agardh (1820) et la majorité des espèces ont été décrites avant 1958. En conséquence, peu de spécimens types ont été désignés clairement par les auteurs avant cette date et peu de lectotypifications ont été proposées depuis (obs. pers.). La pertinence d’examiner les spécimens types pour confirmer ou non l’identification d’une espèce a été démontrée au paragraphe précédent, il était donc important dans le cadre de cette étude de dresser une liste des spécimens types connus et de rechercher un maximum d’informations concernant ceux qui ne l’étaient pas. Dans cette perspective, de nombreux herbaria parmi ceux recensés dans l’Index Herbariorum (Holmgren et Holmgren 1998) ont été contactés ou visités, et beaucoup de spécimens ont été examinés. Le plus souvent, les informations disponibles dans les diagnoses anciennes se limitent au nom de l’auteur, à une localité et éventuellement à un nom de collection ou de collecteur. Dans ce contexte, retrouver un type peut paraître difficile mais par chance, les auteurs du 19ème et du début du 20ème siècle (c'est-à-dire avant 1958) ne disposaient généralement que de quelques (voire un seul) spécimens (ou fragments) pour décrire une espèce. Le ou les planches d’herbiers montrant les renseignements sus-cités sont donc éligibles au titre de type. D’autres informations peuvent également permettre de confirmer une suspicion de type, il s’agit par exemple du lieu de conservation du ou des spécimens (ex. un type de J. Agardh a plus de chances d’être trouvé dans la collection Agardh à LD), de la calligraphie de l’auteur qu’il est possible de reconnaître avec l’expérience, de la qualité du papier d’herbier (ex. un papier de type buvard bleu est souvent la signature de la collection de C. Agardh), de l’herbier ou de la collection d’origine du spécimen s’il est indiqué (ex. « Herb. Mus. Palat. Vindob. » pour la collection de Grunow), ou toutes autres notes laissées par l’auteur sur la planche d’herbier. Pour la désignation des spécimens types, les règles et les recommandations de l’CINB ont été suivies, en particulier celles des Art. 7, 8 et 9. Les spécimens types répertoriés dans la littérature et ceux désignés au cours de la thèse sont listés en Annexe I et II.

84

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales 9 Espèces-types de taxons supra-spécifiques Le genre Sargassum est sous-divisé en plusieurs sous-genres, sections, sous-sections, séries et groupes d’espèces (Tableau I.2.). Pour chacun de ces rangs taxonomiques infra-génériques et à l’instar des spécimens types d’espèces, une espèce-type doit obligatoirement être désignée pour que la sousdivision soit valide et ce depuis le 1er janvier 1958 (CINB art. 37.1). Selon le même schéma que celui explicité pour les espèces, les différentes sous-divisions du genre Sargassum ont été décrites avant 1958 et les espèces-types n’ont pas été désignées systématiquement ou de manière évidente. Connaître les espèces-types est pourtant essentiel à la révision taxonomique du genre. Pour Sargassum, deux cas se présentent: (i) soit la sous-division (ou rang) porte un nomen typificatum, (ii) soit elle porte un nomen descriptivum. Dans le cas d’un nomen typificatum, l’épithète attribuée à la sous-division est dérivée du nom de son espèce-type. Par exemple, l’espèce-type de la série Carpophyllae (J. Ag. ex Setch.) Abbott et al. est S. carpophyllum J. Ag., l’auteur a, dans ce cas, implicitement désigné l’espèce-type (Art. 22.6). Par contre dans le cas d’un nomen descriptivum, si l’auteur n’a pas explicitement désigné une espèce-type, il est plus difficile de savoir sur laquelle l’auteur s’est basé pour décrire la sous-division. Il est même possible que, dans ce cas, l’auteur se soit basé sur un ensemble d’espèces pour définir la sous-division. Il n’existe pas a priori de règle définie par le CINB, pour en désigner une a posteriori (Art. 10.2). Dans cette étude, en l’absence de consensus, c’est la première espèce citée par l’auteur dans la description originale de la sous-division qui a été choisie comme espèce-type, sauf cas particulier. Ainsi par exemple, S. hystrix C. Agardh, première espèce listée par J. Agardh (1848) pour la tribu Acanthocarpa J. Agardh (1848), est proposée ici comme l’espèce lectotype de la sect. Acanthocarpicae (J. Agardh) Abbott et al. (1988). Les espèces-types recensées dans la littérature, ont été listées dans le Tableau I.2. ainsi que les espèces-types désignées au cours de la thèse, accompagnées d’une courte argumentation sous forme de notes justifiant leur désignation ou leur statut. Les règles et recommandation de l’Art. 10 de l’CINB ont été systématiquement suivies. 5.3.2.

Réduction d’un taxon en synonymie

Depuis le début du 19ème siècle, de nombreuses espèces, sous-espèces, variétés et formes de Sargassum ont été décrites sur la base de fragments sans tenir compte de la forte polymorphie phénotypique qui caractérise le genre, ni des variations morphologiques liées aux conditions environnementales (cf. chapitre I.2.3 et I.3.5.). L’étude de la variabilité morphologique des taxons, devenue possible grâce à la constitution de collections plus importantes (en particulier au cours de cette thèse), permet aujourd’hui d’avoir une idée plus large du gradient morphologique d’une espèce (cf. chapitre II.5.1). Intuitivement, tous les individus dont la morphologie est comprise dans le gradient morphologique d’une espèce doivent être attribués à cette espèce. S’il s’avère qu’un de ces individus représente le spécimen type d’une espèce sous une épithète différente, alors une réduction en synonymie peut être proposée. Il existe deux types de synonymes: les synonymes homotypiques (qui

85

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales possèdent le même spécimen type) et les synonymes hétérotypiques (qui possèdent des spécimens types différents). Deux principes du CINB sont à respecter lors d’une proposition de réduction en synonymie: (i) le principe n°3, « la nomenclature d’un groupe taxinomique se fonde sur la priorité de la publication », et (ii) le principe n° 4, « Chaque groupe taxonomique de délinéation, position et rang donnés ne peut porter qu’un nom valide, à savoir le plus ancien en conformité avec les règles de priorité, sauf exception spécifiée ». Ainsi, si deux taxons sont jugés conspécifiques, par exemple S. cristaefolium et S. duplicatum (Guiry et Guiry 2008), c’est l’épithète publiée la première (S. cristaefolium C. Agardh, 1820) qui sera conservée et l’autre (S. duplicatum Bory de Saint-Vincent, 1828) qui sera réduit en synonymie. Enfin, selon l’article 11.2, la règle de priorité ne peut s’appliquer qu’au sein d’un même rang taxonomique, en d’autres termes, un taxon infra-spécifique, même s’il a été décrit avant une espèce, ne pourra pas avoir priorité sur cette dernière. 5.3.3.

Réévaluation de la classification taxonomique 9 Validation ou réarrangement de la classification

Les méthodes de cladistique (en particulier phylogénétiques) sont devenues une routine en systématique, en particulier en botanique (Stuessy et König 2008). Selon Stuessy et König (2008), les règles principales de cette méthode sont les suivantes: (i) seules les synapomorphies sont importantes pour déterminer les branches d’un arbre phylogénétique, (ii) seuls les groupes monophylétiques sont acceptables, (iii) la classification doit être basée exclusivement sur ces patrons topologiques, et (iv) les groupes frères (clades) ont de préférence le même rang. Les analyses phylogénétiques sont devenues un outil indispensable à l’évaluation et à la révision des classifications traditionnelles des organismes vivants. Elles ont été appliquées aux Phaeophyceae (ex: Rousseau et Reviers 1999, Draisma et al. 2003, Phillips 2008) et au genre Sargassum prinicpalement par Phillips et Fredericq (2000), Phillips et al. (2000) et Stiger et al. (2000, 2003). Par comparaison des classifications traditionnelles (entités taxonomiques et hiérarchie) et des arbres phylogénétiques (clades et hiérarchie), il est possible, pour un groupe taxonomique donné, de tester l’hypothèse nulle suivante: « la classification traditionnelle (morphologique) est similaire à la classification phylogénétique (moléculaire)». Si l’hypothèse nulle est acceptée, il est alors possible d’accepter la classification traditionnelle. Dans le cas où l’hypothèse nulle est rejetée, il est nécessaire de comprendre pourquoi la classification traditionnelle est différente de la classification phylogénétique et comment l’adapter (ou la réviser) pour qu’il y ait cohérence. Une des sources principales d’incohérence est d’ordre topologique, c'est-à-dire que l’arrangement des taxons dans la classification traditionnelle et dans la classification phylogénétique est différent. Le cas le plus fréquent est la non-monophylie des taxons traditionnels, soit le taxon est polyphylétique, soit le taxon est paraphylétique. Les deux situations mettent en évidence la nécessité de réviser la position systématique des entités traditionnellement attribuées à ces taxons.

86

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales Si le taxon traditionnel s’avère paraphylétique, c'est-à-dire qu’il ne recense pas toutes les entités taxonomiques regroupées dans le clade concerné, il s’agira par exemple de proposer le transfert d’une espèce depuis sa section traditionnelle à la section (ou autre rang) avec laquelle elle se regroupe d’après les analyses phylogénétiques. Il peut également s’agir de proposer la fusion de deux sections (paraphylétiques), dont les unités taxonomiques qui les composent traditionnellement forment un clade monophylétique. Si le taxon traditionnel s’avère polyphylétique, c'est-à-dire que les entités taxonomiques traditionnellement attribuées à ce taxon se regroupent en deux clades distincts, il s’agira par exemple de ségréger les entités taxonomiques regroupées dans un des deux clades au taxon traditionnel (amendement du taxon) et celles regroupées dans le second clade à un nouveau taxon de même rang (description d’un nouveau taxon). Dans les deux situations (amendement et description), il est indispensable de connaître (i) la position phylogénétique de l’espèce-type du ou des taxons à réviser, car c’est elle qui détermine le clade représentant le taxon (CINB Art. 7 et 10), et (ii) l’antériorité des taxons les uns par rapport aux autres, car c’est elle qui détermine l’épithète à conserver lors de la fusion de deux (ou plus) taxons (CINB Art. 11.4 et 11.5), et (iii) les caractères diagnostiques permettant de définir ces taxons. Dans le cas de l’amendement d’un taxon, la diagnose originale est corrigée de manière à prendre en compte les nouveaux critères diagnostiques du clade correspondant selon les entités taxonomiques qui le composent (cf. paragraphe suivant). S’il s’agit de la fusion de deux taxons, le taxon présentant l’antériorité est conservé et amendé, l’autre taxon est abandonné. Dans le cas de la description d’un nouveau taxon (quel que soit son rang infra-générique), plusieurs étapes sont à respecter: (i) définir les caractères morphologiques diagnostiques du taxon (cf. paragraphe suivant) et le gradient de variations morphologiques qui le représente, (ii) publier une diagnose latine décrivant ces caractères morphologiques (CINB Art. 29-32), (iii) désigner un spécimen type ou une espèce-type (CINB Art. 7, 8 et 10) qui sera (ou est déjà) déposé dans un herbier publique. 9 Réévaluation des critères diagnostiques Les remaniements taxonomiques discutés au paragraphe précédent peuvent permettre de mettre en évidence l’incohérence de caractères à valeur taxonomique traditionnels. C’est le cas lorsque les caractères, sur lesquels est basée la description de taxons, ne permettent pas une classification similaire à la classification phylogénétique. Il convient alors de trouver des caractères morphologiques cohérents et diagnostiques permettant de redéfinir le ou les groupes taxonomiques concernés. Pour ce faire, les caractères morphologiques de chaque taxon sont confrontés aux caractères morphologiques de toutes les entités composant le clade phylogénétique auquel il appartient. Tous les caractères synapomorphes sont retenus, puis sélectionnés en fonction des caractères synapomorphes reconnus pour les autres entités taxonomiques de la classification. La sélection est effectuée de manière à ce que les caractères soient diagnostiques. Maggs et al. (2003) soulignent la difficulté de trouver des

87

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales synapomorphies morphologiques pour des clades phylogénétiques. Ces difficultés sont évidentes puisque, par définition, l’arbre phylogénétique n’est pas basé sur des caractères morphologiques. Si des synapomorphies sont identifiées, elles n’auront a priori pas de lien direct avec le marqueur séquencé et l’adéquation entre les caractères morphologiques trouvés et la topologie de l’arbre phylogénétique ne sera qu’indirecte.

6.

Evaluation de l’étendue et de la biomasse des algueraies de Nouvelle-Calédonie

L’étude des algueraies menée pendant la thèse s’est intéressée principalement à la région sud-ouest du lagon de Nouvelle-Calédonie en raison de la présence d’importantes algueraies. Ces algueraies se situent dans une zone potentiellement soumise aux influences anthropiques de la capitale Nouméa (Fig. II.2.) et dans une zone où la circulation maritime est importante. Cette étude visait à tester une méthode d’estimation rapide,

par télédétection à partir d’imagerie satellitale, de l’étendue des

algueraies et de leur biomasse à des fins de gestion par les collectivités territoriales. L’étude s’est déroulée en quatre volets: (i) une estimation de la surface de recouvrement des algueraies par télédétection optique à partir d’images satellitales (co-auteurs), (ii) une étude de la diversité spécifique et de la variabilité saisonnière des espèces composant les algueraies concernées, (iii) une estimation de la biomasse de chaque algueraie repérée par l’étude de télédétection satellitale, (iv) la proposition de plusieurs méthodes, de degrés de précision variables, pour estimer cette biomasse à partir des images satellitales. 6.1.

Quantification des algueraies in situ 6.1.1.

Méthode du transect linéaire

Cette méthode, largement utilisée en écologie végétale, permet d’enregistrer la fréquence des espèces et la couverture de la végétation (Loya, 1978). Un décamètre est déroulé sur la zone dont on cherche à évaluer la couverture végétale et la proportion de chaque taxon qui compose la couverture végétale (Figs. II.3 et II.4). Pour se faire, la longueur (en cm) de transect interceptée par un individu ou un groupe d’individus est relevée. Les longueurs sont ensuite additionnées par taxon. La mesure de couverture, généralement exprimée sous forme de pourcentage, est considérée comme un estimateur non biaisé de la proportion d’aire couverte par un objet donné, sous certaines conditions: (i) la taille de l’objet est relativement petite par rapport à celle du transect, (ii) la longueur du transect est relativement petite par rapport à la zone d’intérêt et (iii) les transects sont répétés plusieurs fois pour capturer l’hétérogénéité du milieu.

88


10

22°10'S 20

20

20

Nouméa 10

20

30

Ilot 15 4 Larégnère 27 33 20

20

Baie

7 10 13 9 Ste Marie 2 1 312 8 5 14 Ilot Maître

20

30 30

30

11 16 34 6 35 17 18 21 31 19 20 29 22 30 32 37 36 25 28 Crouy 26

10

20

Ile aux canards

20

20

10

24 20

20

30

20

20

20

30

22°30'S

166°20'E

20

166°40'E

Fig. II.2. Carte du lagon aux abords de Nouméa. Les points rouges représentent les stations du suivi saisonnier (4) pour lesquelles des transects et des quadrats ont été réalisés; les points verts représentent les autres stations pour lesquelles seuls des transects ont été réalisés.

Fig.II.3. Illustration des méthodes du transect linéaire (gauche) et du quadrat (droite).

89


6.1.2.

Méthode du quadrat

Cette méthode permet d’évaluer la biomasse (c'est-à-dire une masse de matière vivante - ici des macrophytes marines - par unité de surface soit en g/m²) présente sur une zone ciblée, afin de compléter les estimations du pourcentage de couverture obtenues par la méthode des transects. Sur le terrain, les taxons présents à l’intérieur d’une surface définie par un quadrat de 50 x 50 cm sont récoltés (Figs. II.3 et II.4). Au laboratoire, les différents taxons sont triés, identifiés et pesés séparément. Dans un premier temps, les masses humides essorées sont mesurées, puis les masses sèches sont obtenues après séchage pendant 48 heures dans une étuve à 60°C jusqu’à obtention d’une masse constante.

mn

espèce 1 espèce 2 espèce 3

a

b

c

d

espèce 4

e

B1 = ∑ m n1

R1 = [(b + d ) / L ] × 100

Fig. II.4. Méthode du transect et du quadrat. La couverture ou taux de recouvrement (Ri) de l’espèce 1 est égal à la somme des intercepts (en cm) mesurés le long du transect pour cette espèce divisée par la longueur totale du transect. Il est généralement exprimé en pourcentage. La biomasse (B) de l’espèce 1 exprimée en g/m² est la somme des masses sèches mi (en g/m²) mesurées dans 4 quadrats de 0.25 m².

6.2.

Protocole d’échantillonnage

Pour chaque station étudiée, quatre transects de 10 m de long ont été disposés parallèlement entre eux et réalisés dans les zones les plus représentatives et homogènes de l’algueraie. Dans les cas de changement de faciès, différentes stations ont été distinguées. En parallèle, quatre quadrats (réplicats indépendants) de 0,25m² (1m² au total) ont été répartis de manière aléatoire sur la station et récoltés. Au laboratoire, les données des transects et des quadrats ont été traitées sous Excel. Le pourcentage de recouvrement de chaque taxon a été moyenné pour les quatre transects effectués à chaque station. La masse sèche correspondant à chaque taxon, par quadrat pour une station donnée, a été additionnée afin d’obtenir une valeur de biomasse en g/m² pour chaque station concernée. 6.2.1.

Suivi saisonnier des biomasses par espèce

Afin d’évaluer la variation de la biomasse des algueraies au cours de l’année, un suivi saisonnier a été mis en place sur quatre stations. Ces stations ont été choisies en fonction de la diversité spécifique, du taux de recouvrement et des substrats. Il s’agit d’une part d’un site peu profond (~ 2,5 m), non exposé

90

Chapitre II. Matériel et Méthodes générales et à couverture dense (l’île aux Canards, Fig. II.2), d’un platier côtier peu profond (~ 5 m) et exposé (le récif Ricaudy), et d’autre part de sites à fond de dalle variant de 2,5 à 10 m de profondeur et présentant des assemblages spécifiques différents (îlots Larégnère et Maître, Fig. II.2). Dans chaque station, quatre transects ont été mesurés et quatre quadrats ont été prélevés à trois mois d’intervalle entre l’hiver austral 2005 et l’été austral 2007. 6.2.2.

Estimation de l’étendue et de la biomasse des algueraies

L’estimation de la surface de couverture des algueraies du lagon Sud-Ouest a été effectuée en collaboration avec G. Dirberg et S. Andréfouët (UR128 CoRéUs, IRD de Nouméa) à partir d’une image satellitale Landsat7 à 30 m de résolution. Trente-cinq stations ont été choisies par photointerprétation afin de capturer l’hétérogénéité de la couverture des onze algueraies de la zone d’étude (Fig. II.2). Quatre transects de 10 m de long chacun ont été mesurés à chacune des 35 stations, soit un total de 140 transects. Dans le projet initial, une méthode non-destructive des algues dans les quadrats avait été envisagée grâce à une technique de photoquadrats (Preskitt al. 2004) analysées a posteriori par ordinateur à l’aide de logiciels spécifiques. Sur le terrain cette méthode s’est avérée difficile à déployer en raison des conditions de courant et de visibilité. Les premiers traitements d’images numérisées ont permis d’identifier un certain nombre de difficultés techniques principalement dues aux problèmes d’identification des taxons à partir des photographies. De plus, bien que l’erreur d’estimation de la biomasse se soit avérée acceptable (36,7%), le coût lié à la méthode et au traitement des données nous a contraint à rechercher une méthode plus efficace optimisant le temps dédié à l’acquisition des données et à leur traitement. Une seconde méthode a été choisie, elle consiste à estimer la biomasse à partir du pourcentage de recouvrement de chaque espèce présente le long des transects et d’une relation préétablie entre le taux de recouvrement et la biomasse. Cette méthode a été utilisée dans une étude employant la télédétection à des fins de cartographie par Andrefouët et al. (2004). Les auteurs ont démontré son efficacité pour l’évaluation de la biomasse de deux taxons appartenant aux Sargassaceae (Sargassum et Turbinaria) en Polynésie française. Le principe est d’établir une relation statistique entre le taux de recouvrement (Ri en %) et la biomasse (B en g/m²) pour chaque espèce des genres majoritaires de Phaeophyceae constituant les algueraies: Sargassum spp, Hormophysa cuneiformis (J.F. Gmelin) P.C. Silva , Cystoseira trinodis (Forsskål) C. Agardh et Lobophora variegata (J.V. Lamouroux) Womersley ex Oliveira. Afin de prendre en compte les variations saisonnières de la biomasse des algueraies, la relation Ri.f(m) a été calculée à l’aide des transects et des quadrats mesurés lors du suivi saisonnier.

91

92

Chapitre III. Résultats

CHAPITRE III RESULTATS

93


94

Chapitre III. Résultats 1.

Révision taxonomique du genre Sargassum 1.1.

Révision du subgen. Sargassum sect. Acanthocarpicae

Les travaux présentés dans ce chapitre ont étés acceptés pour publication dans la revue TAXON: Mattio L., Payri CE., Verlaque M. & Reviers B. de, accepté b. Taxonomic revision of Sargassum sect. Acanthocarpicae (Fucales, Phaeophyceae). Taxon. 1.1.1.

Résumé en français

Sargassum est un des genres morphologiquement les plus complexes de la classe des Phaeophyceae. Ce genre est divisé en sous-genres, sections, sous-sections, séries et groupes d’espèces sur la base de caractères morphologiques très polymorphes tels que la forme des rameaux, des feuilles, des vésicules et des réceptacles. Des analyses ADN récentes ont mis en évidence des incongruités dans la classification traditionnelle du genre. Le but de cette étude était de réévaluer les relations entre taxons couramment attribués au subgen. Sargassum sect. Acanthocarpicae dans le basin Pacifique, et de proposer, si nécessaire, des changements de la nomenclature. L’étude taxonomique a été entreprise en deux étapes principales: (i) un examen morphologique d’importantes collections originaires des îles du Pacifique intertropical et de spécimens types originaires de plusieurs localités dans le monde; et (ii) des analyses ADN basées sur un jeu de trois marqueurs moléculaires (nucléaire ITS-2, chloroplastique RubisCO et mitochondrial cox3). L’étude attentive et méthodique des diagnoses et des spécimens types ont conduit à identifier les quatre taxons suivants: S. aquifolium, S. ilicifolium, S. swartzii, et S. turbinarioides. Les membres d’un cinquième taxon n’ont pu être attribués à aucun des taxons examinés. Néanmoins, les analyses ADN ont permis de confirmer l’existence de cinq taxons distincts. En outre, l’évaluation taxonomique de plusieurs diagnoses anciennes et spécimens types ont conduit à proposer 15 nouvelles synonymies pour des taxons attribués traditionnellement aux diverses sousdivisions de la sect. Acanthocarpicae; elles s’ajoutent ainsi aux 43 synonymies déjà proposées dans la littérature. De plus, les analyses phylogénétiques ont mis en évidence que la sect. Acanthocarpicae ne forme pas une entité taxonomique cohérente et que la taxonomie traditionnellement est basée sur des caractères morphologiques ambigus et non discriminants. Sur la base de ces résultats, nous proposons: (i) d’abandonner les sous-divisions de la sect. Acanthocarpicae, (ii) de considérer la sect. Acanthocarpicae comme synonyme de la sect. Sargassum (= sect. Malacocarpicae), et (iii) d’élever les séries Ilicifoliae et Binderianae au rang de section ainsi que de les amender selon un nouveau jeu de caractères morphologiques. Note. Ce travail représente le quatrième article soumis pour publication dans le cadre de la thèse. Il constitue le travail le plus abouti au plan de la révision taxonomique et amende notamment certaines révisions proposées précédemment dans les travaux soumis pour publication au cours de la thèse. Ces

95

Chapitre III. Résultats révisions sont indiquées dans le manuscrit qui suit sous forme d’une note de bas de page à la première apparition de la référence bibliographique correspondante. 1.1.2.

Taxonomic

revision

of

Sargassum

sect.

Acanthocarpicae

(Fucales,

Phaeophyceae) ABSTRACT Sargassum is one of the morphologically most complex phaeophyceaen genera. This genus is divided into subgenera, sections, subsections, series, and species groups based on highly polymorphic characters such as the shape of axes, leaves, vesicles, and receptacles. However, recent DNA analyses have highlighted incongruities in the traditional classification of the genus. Our goals were thus to reassess the relationships among taxa currently attributed to subgen. Sargassum sect. Acanthocarpicae in the Pacific basin, and to propose, where necessary, nomenclatural changes. We undertook the taxonomic study in two main steps: (i) the morphological examination of large collections from intertropical Pacific islands and type specimens from worldwide localities; and (ii) DNA analyses using a set of three markers (nuclear ITS-2, chloroplastic partial rbcLS-operon and mitochondrial cox3). The careful and methodical study of diagnoses and type specimens led us to identify four taxa as S. aquifolium, S. ilicifolium, S. swartzii, and S. turbinarioides. Members of a fifth taxon could not be conclusively assigned to any of the taxa screened in this study. Taxonomic assessment of many old diagnoses and types resulted in 15 new synonymies of taxa traditionally attributed to various Acanthocarpicae subsections and series adding to 43 synonyms already proposed in the literature. Morphological and DNA analyses revealed that the section Acanthocarpicae is based on unsuitable morphological characters and does not form a monophyletic entity. As major results of this work we recommend (i) to abandon sect. Acanthocarpicae subsectional ranks, (ii) to synonymize sect. Acanthocarpicae with sect. Sargassum (= sect. Malacocarpicae), and (iii) to elevate ser. Ilicifoliae and ser. Binderianae to section rank as well as re-describe them according to new sets of morphological characters. Key words: Acanthocarpicae, Binderianae, Ilicifoliae, molecular phylogeny, Pacific, taxonomic revision. INTRODUCTION Sargassum C. Agardh is of the morphologically most complex phaeophyceaen genera and represents the most species-rich genus of the brown algal order Fucales Bory de Saint-Vincent (Phaeophyceae). The genus’ classification system dates back to the 19th century and is based on observed differences in

96

Chapitre III. Résultats macro-morphological characters such as the development of axes as well as the shape of leaves, vesicles, and receptacles (Yoshida, 1983). However, those morphological characters may display important variations within individual species, and several authors have linked the taxonomic complexity of the genus to its highly polymorphic nature and phenotypic plasticity (Ang & Trono, 1987; Kilar & al., 1992). In addition, pioneer Sargassum taxonomists, with little or no experience of populations in the field, originally described numerous species from dry and altered fragments. In a number of instances, these were not necessarily representative of their natural range in morphological variation (pers. obs.). Among the large choice of existing epithets (about 1000, pers. obs.), identifying taxa accurately is a difficult task, often relying on authors’ interpretation of short Latin diagnoses or descriptions published in local Floras. Furthermore, type specimens are rarely consulted in the process. Although Sargassum taxonomy has been the focus of increased attention since 1985 (Abbott & McDermid, 2004), it is still in need of close systematic re-examination (Womersley, 1954; Yoshida, 1983; Magruder, 1988; Kilar & al., 1992; Mattio & al., 2008b). C. Agardh (1820) was the first author to lay the foundations of a classification system for Sargassum by partitioning it into seven unnamed morphological groups. Later, J. Agardh (1848) divided the genus into three sections (Pterophycus J. Agardh, Arthrophycus J. Agardh, and Sargassum [‘Eusargassum’]), themselves further divided into tribes and species groups based on morphological characters or geographical origin. Still later, J. Agardh (1889) proposed a more evolved system of classification based on five subgenera [Phyllotrichia (Areschoug) J. Agardh, Schizophycus J. Agardh, Bactrophycus J. Agardh, Arthrophycus J. Agardh and Sargassum] divided into several series and tribes. This system of classification was largely adopted by subsequent authors (Grunow, 1915, 1916a, b; Setchell, 1931, 1933, 1935b, c), and the current classification has undergone only minor modifications and correction since - chiefly to follow the recommendations of the ICBN (International Code of Botanical Nomenclature, McNeill & al., 2007) (Abbott & al., 1988; Tseng & Lu, 1992a, 1995a, 1997a, 2002a). Sargassum is now currently divided into subgenera, sections, sub-sections, series, species groups and species. Several varieties and forms may be recognized under the latter. Four subgenera are presently recognized: (i) Arthrophycus, (ii) Bactrophycus, (iii) Sargassum, and (iv) Phyllotrichia (J. Agardh, 1848, 1889; Womersley, 1954; Abbott & al., 1988; Yoshida & al., 2004). The subgen. Sargassum is probably the most abundant and diversified subgenus in the Pacific (Phillips, 1995; Mattio & al., 2008b). It is traditionally divided into three sections named Zygocarpicae (J. Agardh) Setchell, Malacocarpicae (J. Agardh) Abbott et al., and Acanthocarpicae (J. Agardh) Abbott & al. (J. Agardh, 1889; Abbott & al., 1988). Among those three sections, the taxonomy of sect. Acanthocarpicae is particularly complex. It was first described as tribe Acanthocarpa by J. Agardh (1848), later elevated to series level by the same author (J. Agardh, 1889), and more recently transferred to section rank following the ICBN (Abbott & al., 1988). The next revisions were those of Tseng & Lu (1992a, b, 1995a—c, 1997a, b, 1999, 2002a—c), who provided key morphological characters for the

97

Acanthocarpicae (J. Ag.) Abbott & al.

Glomerulatae (J. Ag.) Tseng & Lu

Binderianae (Grun.) Tseng & Lu

Section

1. Subsection

1.1. Series

98

Binderia (2)

Platycarpae (Grun.) Tseng & Lu

Biserrulae (J. Ag.) Tseng & Lu

Plagiophyllae Tseng & Lu

Plagiophylla (2)

1.1.2. Species group

1.2. Series

2. Subsection

2.1. Series


Ilicifoliae (J. Ag.) Tseng & Lu

2.2. Series

Holdfast rhizoidal

Receptacles unisexual, female acanthocarpic, male malacocarpic Holdfast discoidal

Vesicles ellipsoidal and apiculate, with flattened pedicels longer than vesicles Vesicles spherical, with pedicels generally as long as or shorter than vesicles Upper parts of axis multifarious filiform or subcylindrical Receptacles unisexual or bisexual in racemes

Axis distichous, complanate to compressed

Receptacles bisexual in dense glomerules

Flattened and spiny receptacles

Key morphological characters

Receptacles unisexual, female and male receptacles acanthocarpic; leaves with unequal basal parts, inner leaf margin entire or slightly excised, outer leaf margin distinctly dentate 2.3. Series Odontocarpicae Tseng & Lu Receptacles bisexual, leaves lanceolate to linear with mostly unequal basal parts (1) , hic designatus, see Typification & new combinations section in this paper. (2) , Species groups have no nomenclatural status with regard to the ICBN, no authorities are indicated.

Rhizophora


(2)

Swartzia


(2)

Designation

Taxonomic level

S. odontocarpum Sond.

S. ilicifolium (Turn.) C. Ag.

S. rhizophorum Tseng & Lu

S. plagiophyllum C. Ag.

S. plagiophyllum C. Ag.

S. biserrula J. Ag.

S. platycarpum Mont.

S. binderi Sond.

S. swartzii C. Ag.

S. binderi Sond.

unknown

S. hystrix J. Ag. (1)

Type species

Table III.1. Synthesis of current classification for sect. Acanthocarpicae (J. Agardh) Abbott & al. based on the various works by Tseng & Lu (1995a—c, 1997a, b, 1999, 2002a—c).


Chapitre III. Résultats identification of Acanthocarpicae subsections, series, and species groups. The currently accepted Acanthocarpicae classification is synthesized in Table III.1. The first authors to challenge the traditional classification and phylogenetic relationships in Sargassum using DNA markers (ITS-2 and partial rbcLS-operon) were Phillips (1998), Phillips & Fredericq (2000), Phillips & al. (2005), Stiger & al. (2000, 2003), and Yoshida & al. (2000, 2002, 2004). Due to reduced taxon representation and limited inter-species resolution obtained with markers for the ITS-2 region and the partial rbcLS-operon used independently, these studies resulted in several taxonomic revisions. Stiger & al. (2000, 2003) transferred sect. Phyllocystae Tseng (1985) from subgen. Bactrophycus to subgen. Sargassum and the genus Hizikia Okamura to section level within subgen. Bactrophycus. Yoshida & al. (2004) merged subgen. Schizophycus J. Agardh into subgen. Sargassum. These rearrangements provided strong evidence for the re-assessment of some taxonomic concepts within Sargassum. In a recent study, combining detailed results provided by a three markers-DNA phylogeny, analyses of morphology, and old herbarium collections including species types, Mattio & al. (2008b) 2 provided some taxonomic clarifications for Pacific islands Sargassum diversity. Mattio & al. (in press) 3 further resolved a number of taxonomic ambiguities at species level within the subgenus Sargassum, and described the new section Polycystae Mattio & Payri. These authors confirmed the polyphyletic nature of subgen. Sargassum sect. Acanthocarpicae previously shown by Phillips & al. (2005), and recommended that this section be re-assessed to clarify the status of several species and to resolve taxonomic incongruities. The aim of this paper is to provide a comprehensive phylogeny of subgen. Sargassum based on combined analyses of morphology and nuclear (ITS-2), chloroplastic (partial rbcLS-operon), and mitochondrial (cox3) DNA regions. The objectives are (i) to further investigate the relationships of taxa currently assigned to sect. Acanthocarpicae, and (ii) to re-assess the taxonomic value of morphological characters. MATERIAL AND METHODS

Taxon selection Acanthocarpicae taxa were selected from material recently collected in French Polynesia (2002, coll. C. Payri & V. Stiger-Pouvreau), Easter Island (2007, Coll. S. Andréfouët), Hawaii (2007, coll. T. Sauvage), Fiji (2007, coll. L. Mattio), Vanuatu (2006, coll. L. Mattio & C. Payri), the Solomon Islands (2004, coll. C. Payri), New Caledonia (2004—2008, coll. L. Mattio & C. Payri), and New Zealand (2004, 2005, several collectors) to ensure a broad representation of Acanthocarpicae throughout the Pacific basin. Specimens from French Polynesia are housed in the herbarium of the Université de Polynésie française in Tahiti, French Polynesia (UPF); specimens from New Zealand are housed in the 2 3

cf. chapitre III.2.1. cf. chapitre III.2.2.

99

Chapitre III. Résultats herbarium of Te Papa Museum in Wellington, New Zealand (WELT); and other specimens are housed in the algal herbarium of the Institut de Recherche pour le Développement in Nouméa, New Caledonia (IRD-A). Table III.2. Details of sequences used in this study and produced by the first author with voucher informations and GenBank accessions. Taxa and Hebarium accesions are in bold, GenBank accessions for new sequences are in Italic. NA: data not available. Taxon -- herbarium accession: country (collection site, date, collector), GebnBank accessions for ITS-2, rbcLS, and cox3. S. aquifolium – Sh1466: Hawaii (Ohau Is., Jan-06, T. Sauvage), EU100796, EU100821, EU100835. IRDA1531: New Caledonia (Ile des Pins, Dec-05, L. Mattio), EU100800, EU100808, EU882243. IRD-A1546: Hawaii (Mahukona, Mar-06, T. Sauvage), EU833429, NA, EU833389. IRD-A1582: Fiji (Navutulevu reef, May07, L. Mattio), EU833432, EU833464, EU833406. IRD-A1592: Fiji (Kiuva reef, May-07, L. Mattio), EU833433, EU833466, EU833411. IRD-A1622: New Caledonia (Ile des Pins, Dec-05, L. Mattio), EU882252, EU882262, EU882241. IRD-A1624: New Caledonia (Ile Nouaré, Oct-05, L. Mattio), EU882253, EU882263, EU882242. IRD-A1632: Hawaii (Mahukona, Mar-06, T. Sauvage), EU833430, NA, NA. IRD-A1653: The Solomon Islands (Malaita, Jul-04, C. Payri), EU833449, NA, EU833400. IRD-A1660: The Solomon Islands (Malaita, Jul-04, C. Payri), EU833447, EU833462, EU833497. IRD-A1662: The Solomon Islands (Malaita, Jul04, C. Payri), EU833445, NA, EU833395. IRD-A1681: Vanuatu (Santo, Aug-06, L. Mattio), EU833456, EU833476, EU833412. IRD-A1682: Vanuatu (Santo, Aug-06, L. Mattio), EU833455, EU833477, EU833413. IRD-A4009: Chile (Easter Island, Ovahe Is., Sep-07, S. Andréfouët), NA, NA, EU882244. UPF3976: French Polynesia (Raivavae Is., Dec-05, S. Andréfouët), EU100795, EU100809, EU100833. WELT-A23190: New Zealand (Kermadec, Raoul Is., Oct-04, R. Stanley), EU882250, EU882261, EU882240. WELT-A028413: New Zealand (Kermadec, Raoul Is., Nov-04, L. Chadderton), EU882251, NA, NA. S. carpophyllum – IRD-A1511: New Caledonia, (îlot Freycinet, Jul-05, L. Mattio), EU100797, EU100804, EU833415. IRD-A1516: New Caledonia, (Basse de Taui, Jul-05, L. Mattio), EU100799, EU100806, EU833416. IRD-A1519: New Caledonia, (îlot Porc Epic, Oct-05, L. Mattio), EU100798, EU100805, EU833417. S. decurrens – IRD-A1526: New Caledonia, (Konduyo Is., Apr-04, L. Mattio), EU100773, EU100803, EU100822. IRD-A1602: New Caledonia (Ilot M’Bo, Jul-05, L. Mattio), EU882258, EU882267, EU882247. IRD-A4010: New Caledonia, (Ile aux Canards, May-05, L. Mattio), EU882257, EU882266, EU882246. S. ilicifolium -- IRD-A1651: The Solomon Islands (Nggela, Jul-04, C. Payri), EU833454, NA, NA. IRD-A1562: Fiji (Makuluva Is., Apr-07, L. Mattio), EU833436, EU833468, NA. IRD-A1569: Fiji (Makuluva Is., Apr-07, L. Mattio), EU833437, EU833469, EU833403. IRD-A1586: Fiji (Navutulevu reef, May-07, L. Mattio), EU833438, NA, EU833407. IRD-A1588: Fiji (Kiuva reef, May-07, L. Mattio), NA, EU833467, EU833408. IRD-A1589: Fiji (Kiuva reef, May-07, L. Mattio), EU833439, EU833470, NA. IRD-A1620: New Caledonia (Rocher à la voile, May-05, L. Mattio), NA, NA, EU882238. IRD-A1616: New Caledonia (Ile des Pins, Dec-05, L. Mattio), EU833435, EU833460, EU833391. IRD-A1617: New Caledonia (Ile des Pins, Dec-05, L. Mattio), EU882249, EU882260, EU882239. IRD-A1618: New Caledonia (île Nouaré, Oct-05, L. Mattio), EU833434, EU833461, EU833390. IRD-A1645: The Solomon Islands (Malaita, Jul-04, C. Payri), EU833452, NA, NA. IRD-A1647: The Solomon Islands (Malaita, Jul-04, C. Payri), EU833453, NA, NA. S. obtusifolium – IRD-A1537: Hawaii (Maui, Mar-06, T. Sauvage), EU100794, EU100820, EU100834. IRD-A1538: Hawaii (Molokai SE, Fev-07, T. Sauvage), EU833428, NA, NA. IRD-A1633: Hawaii (Molokai W, Fev-07, T. Sauvage), EU833427, NA, NA. S. pacificum – UPF2754: French Polynesia (Bora Bora, Mar-03, C. Payri & V. Stiger), EU100783, EU100812, EU100824. UPF2783: French Polynesia (Raiatea, Mar-03, C. Payri & V. Stiger), EU100774, EU100811, EU100823. UPF3972: French Polynesia (Raiatea, Mar-03, C. Payri & V. Stiger), EU100784, EU100813, EU100828. S. polycystum -- IRD-A1571: Fiji (Makuluva Is., Apr-07, L. Mattio), EU833422, EU833471, EU833405. IRD-A1590: Fiji (Kiuva reef, May-07, L. Mattio), EU833421, EU833472, EU833410. IRD-A1640: Vanuatu (Effate, Port Villa, Aug-06, C. Payri), EU833420, EU833475, EU833388. IRD-A1642: Vanuatu (Effate, Port Villa, Aug-06, C. Payri), EU833419, EU833474, EU833387. IRD-A1680: The Solomon islands (Malaita, Jul-04, C. Payri), EU833423, NA, EU833399. S. sp. – IRD-A1609: New Caledonia (Rocher à la voile, May-05, L. Mattio), EU882248, EU882259, EU882237. IRD-A1634: Vanuatu (Effate, Port Villa, Sept-06, C. Payri), EU833457, EU833473, EU833414. IRD-A1644: The Solomon Islands (Malaita, Jul-06, C. Payri), EU833450, NA, NA. S. sp. 2 – SEY1F: Seychelles (Rohfritsch & al., unpub. data), EU169861, NA, NA. S. swartzii -- IRD-A1532: New Caledonia (Thio, Oct-06, C. Berthault), EU882254, EU100807, NA. IRD-A3912: New Caledonia (Ilot Maître, Sep-05, L. Mattio), EU882255, EU882264, NA. S. turbinarioides -- IRD-A1604: New Caledonia (Ile des Pins, Dec-05, C. Payri), EU882256, EU882265, EU882245. Turbinaria ornata -- IRDA1536: New Caledonia (île Nouaré, Oct-05, L. Mattio), EU100772, EU100812, EU833384.

100

Chapitre III. Résultats Additional collections from worldwide localities were examined through loans or visits to various herbaria: the complete Sargassum collections from the LD Agardh’s herbarium (Lund, Sweden) and PC cryptogamic herbarium including Bory de Saint-Vincent and Montagne’s collections (Paris, France); Grunow’s collection from W (Vienna, Austria); collections from TCD (Dublin, Ireland), C (Copenhagen, Denmark), and SUVA-A (Suva, Fiji); several specimens from BISH (Honolulu, Hawaii); specimens from Brown’s, Setchell’s, and Turner’s collections at BM (London, England); several specimens from Setchell’s collection at UC-Berkeley (Berkeley, California), and Greville’s specimens at E (Edinburg, Scotland); supplementary material from AD (Adelaide, Australia), FH (Harvard, Massachusetts), GB (Göteberg, Sweden), L (Leiden, Netherlands), MEL (Melbourne, Australia), NSW (Sydney, Australia), NY (New York, USA), S (Stockholm, Sweden), SAP (Sapporo, Japan), SGO (Santiago, Chile), UBC (Vancouver, Canada), UC-Santa Barbara (Santa Barbara, California), UPF (Papeete, French Polynesia), US (Washington, USA), and WELT (Wellington, New Zealand). We photographed (when permitted) or scanned each specimen of interest, and took detailed notes on observed morphological characters.

Species identification We analyzed the morphological characters of traditional taxonomic value (holdfast, axes, branching pattern, leaves, vesicles, and receptacles) and identified sexual expression (monoecy or dioecy) based on transversally sectioned receptacles using a freezing microtome and a light microscope (Olympus BH2). This led us to consider groups of morphologically similar specimens representing a morphological continuum as taxa. The range in morphological variation of individual taxa was delimited from the study of intra-individual, intra- and inter-populational polymorphism, taking into account phenotypic variations. Preliminary species determinations were made according to available literature for the Indo-Pacific region. Species identification was confirmed by examination of type specimens and/or original diagnoses of Acanthocarpicae taxa of interest.

DNA processing and phylogenetic analyses DNA sequences for taxa from Fiji, French Polynesia, Hawaii, the Solomon Islands, and Vanuatu have been obtained previously (Mattio & al., 2008b; Mattio & al., in press, see Table III.2). Samples of taxa from the recent collections in New Caledonia, Easter Island, and the Kermadec Islands were processed during this study (Table III.2). Overall, the selected sequences were representative of Pacific islands Acanthocarpicae species. Additional sequences were retrieved from the GenBank (Phillips & Fredericq, 2000; Stiger & al., 2000, 2003; Phillips & al., 2005) to ensure representation of all sections of subgen. Sargassum. DNA extractions were made on samples (receptacles or apical tips) preserved in silicagel (Chase & Hills, 1991) and crushed in liquid nitrogen (see Mattio & al., 2008b). DNA extraction was performed

101

(AGP)

(AGBB) (AGBS)

102 Grunow, 1916:33 Greville, 1849:106-107

= S. oligocystoides Grun.

= S. porosum Grev.

= S. binderi var. vitiense Grun. in Askenasy

Mattio & al., in press; This study

Tseng & Lu, 1995:104

Ajisaka & al., 1997: 34

J. Agardh, 1848:327


This study

This study

Synonym designation

NA, Ovalau Is., Fiji

E 00270741, holotype, India

NA, Malaysia & Indonesia (a)

TCD 1114, 1115, syntypes, India and Indonesia TCD 1110—113a, syntypes, China sea and Sunda Strait TCD 1117, holotype, China sea

PC AB14904, holotype, Sumatra, Indonesia NA

Grunow in Askenasi, 1889:28

J. Agardh, 1889: 105; Setchell, 1935c: 267 This study

Setchell, 1935c: 267

Womersley & Bailey, 1970:299; This study Grunow, 1915:383; This study

Setchell, 1935c: 267

Noro & al., 1994: 25

Tsuda, 1988: 59; This study

US 56954, BISH 560771, isotypes, Tuila Mattio & al., in press; This study Is., Samoa W 82, 83, 84, syntypes, Upolu Is., Mattio & al., in press; This study Samoa. BISH 560762, isotype, Tuila Is., Samoa Mattio & al., in press ; This study

LD 2392, 2389, syntypes, Oahu, Hawaii

NA, Tonga

NA, Vietnam

LD 2416, 2417, syntypes, Western Pacific & South Africa NA

TCD 1118, syntype, West Indies

TCD 1116, holotype, China sea

BM 563434, syntypes, Sunda Strait

Type informations

Grunow in Askenasy, 1889: 28 NA, Tonga

Grunow, 1874: 28

Sonder, 1871:43

= S. binderi f. latifolium Sond. (AGBB)

(AGBB)

J. Agardh, 1848:328

= S. binderi Sond. ex J. Ag. (AGBB)

= S. echinocarpum var. vitiense Grun. (AGBS)

J. Agardh, 1848:336

NA

= S. grevillei J. Ag.

= S. oligocystum sensu De Wreede (1973) (AGBB)

Montagne, 1845: 67

Setchell, 1924: 166

= S. fonanonense Setch. & Gardn.

= S. oligocystum Mont.

Grunow, 1915: 390

= S. crassifolium var. samoense Grun. (AGP)

(AGBB)

Setchell, 1924: 165

J. Agardh, 1848: 327

Grunow, 1915: 383

Pham-Hoang, 1967:297

NA

J. Agardh, 1848: 326—327

J. Agardh, 1848: 318

= S. anapense Setch. & Gardn. in Setch.

= S. echinocarpum J. Ag.

(AGBS)

= S. echinocarpum var. phyllocystum Grun.

= S. feldmannii Pham

= S. aquifolium sensu Bory 1828:128

= S. crassifolium J. Ag.

= S. biserrula J. Ag.

Grunow, 1915: 384

(ABI)

Turner, 1807: 111—112

B: Fucus aquifolius Turn.

C. Agardh, 1820: 12—13

S. aquifolium (Turn.) C. Ag. (MF)

= S. binderi var. incisifolium Sond. ex Grun. (AGBB)

Reference

Taxon

Table III.3. Nomenclatural and taxonomic data relating to Sargassum (sect. Acanthocarpicae sensu J. Agardh 1889) taxa from inter-tropical Pacific islands and type species of sect. Acanthocarpicae’s subdivisions, including existing and newly proposed synonymies, and type specimen informations with geographic origin and taxonomic position.


(ABO)

103 (AGP)

= S. cristaefolium var. upolense Grun.

= S. cristaefolium sensu Harvey

= S. duplicatum J. Agardh nom. illeg.

(AGP)

= S. yongxingense Tseng & Lu

(AGP)

= S. sanyaense Tseng & Lu (AGP)

= S. megalocystum Tseng & Lu

(GP)

Grunow, 1874: 27

NA

J. Agardh, 1889:90

Tseng & Lu, 1997c: 483

Tseng & Lu, 1997c: 485

Tseng & Lu, 1997c: 489

J. Agardh, 1889:90

= S. duplicatum J. Agardh nom. illeg. (AGP) (AGP)

Tseng & Lu, 1997c: 487

Bory, 1828:127

J. Agardh, 1848: 337

= S. dazhouense Tseng & Lu (AGP)

= S. duplicatum Bory (AGP)

= S. berberifolium J. Ag.

C. Agardh, 1820: 13

= S. cristaefolium C. Ag. (AGP)

(AGP)

Turner, 1807: 113

C. Agardh 1820: 11

B: Fucus ilicifolius Turn.

S. ilicifolium (Turn.) C. Ag.

Greville, 1849:216-217

= S. obovatum Grev. nom. illeg.

(ABI)

Grunow, 1916a: 22

Grunow, 1915:436

≡ S. coriifolium var. lanceolatum (Grun.) Grun.

= S. spathulaefolium var. neocaledonicum Grun. (MF)

Greville, 1848:431-432

≡ S. lanceolatum Grev. nom. illeg.

J. Agardh, 1848: 317

Silva & al., 1996:690

= S. odontocarpum var. lanceolatum (Grun.) Silva.

= S. oocyste J. Ag.

Greville, 1848:274-275

Grunow, 1915:436

J. Agardh, 1889: 96

Sonder, 1871: 43

Montagne, 1842: 250

= S. echinocarpum Grev. nom. illeg.

= S. coriifolium var. echinocarpum (Grev.) Grun.

= S. coriifolium J. Ag. nom. illeg.

= S. odontocarpum Sond.

(ABO)

= S. heterocystum Mont. (ABPP)

(a)

(a)

Ajisaka, 2006 :178; This study

Ajisaka, 2006:178; This study

Ajisaka & al., 1997:28

Ajisaka, 2006:178 ; This study

Grunow, 1915:398 ; This study

Noro & al., 1994:29; This study


J. Agardh, 1889: 102

This study

Silva & al., 1996:690; Tseng & Lu, 1999: 9; This study Grunow, 1915: 436; Silva & al., 1996:690; Tseng & Lu, 1999: 9; This study This study

Tseng & Lu, 1999: 9; This study

Silva & al., 1996:690; Tseng & Lu, 1999: 9; This study Silva & al., 1996: 690; Tseng & Lu, 1999:9; This study Grunow, 1915: 436; This study

This study

This study

NA, Upolu Is., Samoa

NA

NA, Moluccas & Mauritius

Grunow, 1874: 27

J. Agardh, 1889: 90

Womersley & Bailey, 1970:296

AST 58-4012, holotype, Xisha Is., China Ajisaka, 2006 :178; This study

AST 57-516, holotype, Dazhou Is., China AST 76-1972, holotype, Sanya, China

LD 2418, 2436, 2437, syntypes, Admiralty Is. and Australia PC TA8267, syntypes, Pacific (b) and Falklands AST 57-5615, holotype, Dazhou Is., China NA, Moluccas & Mauritius

BM 562953, holotype, Sunda Strait, Indonesia LD 2451, holotype, unknown loc.

PC TA8158, 8571, 8573, syntypes, New Guinea W 2535, 2536, syntypes, Noumea, New Caledonia NA, India (a)

E 00270110, holotype, India (a)

E 00270110, holotype, India

NA, India (a)



E 00270110, 111, syntypes, India

NA, India

PC MA9192, holotype, Vietnam


104

(P)

S. swartzii C. Ag. (AGBS)

S. rhyzophorum Tseng & Lu

S. quinhonense Nguyen

= S. gaudichaudii Mont.

(ABPR)

(ABPP)

= S. cornigerum Sond. ex Grun. (ABP)

S. polycystum C. Ag. (P)

= S. stolonifolium Phang & Yoshida

S. plagiophyllum Mert. ex C. Ag.

S. platycarpum Mont.

(ABPP)

C. Agardh, 1820: 11

Tseng & Lu, 2002b:18

Nguyen, 2002:109

Montagne, 1842: 249

Sonder in Grunow 1915:443

Phang & Yoshida 1997: 63

C. Agardh, 1824:304

Montagne, 1842:248

Turner, 1811:33, as Fucus parvifolius C. Agardh 1820:27

J. Agardh, 1847:7

S. parvifolium (Turn.) C. Ag. . (ABI)

(AGP)

This study

This study

Womersley & Bailey, 1970:299; This study Womersley & Bailey, 1970:296; This study Grunow, 1874:27; J. Agardh, 1889: 90 Grunow, 1915:393

Tsuda, 1988: 60

Grunow, 1915:392

J. Agardh, 1889: 90; This study

AST 55.1843, holotype, Weizhou Is., China LD 2378, lectotype, India

PC MA9187, MA9188, AB14585, AB14586, syntypes, Mauritius & Philippines NA, Vietnam

TCD 1129, syntype, China Sea

SAP 062135, holotype, Penang Is., Malaysia

PC AB14948, neotype, Indian Ocean

PC MA9209, holotype, Martinique

LD 2838, lectotype, Japan Sea

C AT1353, lectotype, Campeche bank, Mexico US 2222—2224, syntypes, Repulse Bay, Hong-Kong NA, unknown loc.

This study


This study

Grunow in Askenasy, 1889: 27 TCD 1119, syntype, Singapore, This study Indonesia Tseng & lu, 1979: 9 AST 76-1569, holotype, Xisha Is., China This study

Setchell, 1933:45

S. patens C. Ag.

NA, Several localities, Australia

NA, Port Denison, Ceylon

NA, Moluccas & Mauritius

NA, Ceylon, Philippines & Indonesia

NA

NA, Mauritius

NA, Mauritius

PC TA8308, syntype, Port Praslin, New Ireland Grunow in Askenasy, 1889: 27 NA, Australia

Bory, 1828: 129

Grunow, 1915:393

S. mcclurei Setch.

S. hystrix J. Ag. (A)

= S. turbinatifolium Tseng & Lu (ABO)

= S. ilicifolium var. venustum Grun.

(ABI)

= S. ilicifolium var. oocystoides Grun. (ABI)

= S. droserifolium Bory

≡ S. duplicatum J. Ag. var. condensatum Grun.

Sonder, 1871:42

= S. cristaefolium var. condensatum Sond. (AGP)

Reinbold, 1913:160

NA

Grunow, 1915: 392

Grunow, 1874: 27

J. Agardh, 1848: 318

(ABI)

(AGP)

= S. ilicifolium var. duplicatum J. Ag. (ABI)

= S. ilicifolium var. conduplicatum Grun. ex Reinb.

= S. ilicifolium (Turn) J. Ag.

= S. obovatum Harv. var. pfeifferae (Grun.) Grun.

= S. pfeifferae Grun. (AGP)


(MF)

Grunow, 1915:395

Greville ,1848: 329

J. Agardh, 1848: 330

Greville, 1849:256-257

Turner, 1811: 120—121

W 164, 165, syntypes, Noumea, New Caledonia

LD 2769—71, syntypes, India and Indonesia TCD 1120, 1121, syntypes, India (a)

LD 2377, E270747, syntypes, India

(a)

MEL696669, isotype (c), unknown loc.

This study

This study

J. Agardh, 1848:328; This study

NA

Bold: current names; B: basionym; =: heterotypic synonym; ≡: homotypic synonym; NA: data not available. Taxonomy. (A): sect. Acanthocarpicae; (ABI): subsect. Biserrulae, ser. Ilicifoliae; (ABO): subsect. Biserrulae, ser. Odontocarpae; (ABPP): subsect. Biserrulae, ser. Plagiophyllae sp. gp. Plagiophylla; (ABPR): subsect. Biserrulae, ser. Plagiophyllae sp. gp. Rhizophora; (AGBB): subsect. Glomerulatae, ser. Binderianae, sp. gp. Binderia; (AGBS): subsect. Glomerulatae, ser. Binderianae, sp. gp. Swratzia; (AGP): subsect. Glomerulatae, ser. Platycarpae; (MF): sect. Malacocarpicae, subsect. Frutiliferae; (P): sect. Polycystae; (ZH): sect. Zygocarpicae, subsect. Holozygocarpicae. (a), In Mari Penisula Indiae Orientales; (b), between New Zealand and Tahiti; (c), specimen not examined.

S. turbinarioides Grun.

(AGP)

= S. wightii Grev. (AGBS)

= S. spathulaefolium J. Ag.

= S. acutifolium Grev.

(AGBS)

≡ Fucus swartzii Turn. nom. illeg.


105

Chapitre III. Résultats using the DNeasy Plant mini Kit (Qiagen GmbH., Hilden, Germany). DNA extracts were systematically purified using the Geneclean kit III (Qbiogen Inc., Carlsbad, CA, USA) prior to PCR amplification. PCR amplification and sequencing were carried out as detailed in Mattio & al. (2008b) using

the

following

primers

(i)

for

nuclear

ITS-2:

5.8S-BF

(5'-

CGATGAAGAACGCAGCGAAATGCGAT-3') and 25BR-2 (5'-TCCTCCGCTTAGTATATGCTTAA-3')

(Yoshida & al., 2000); (ii) chloroplastic partial rbcLS-operon: 3F (5’-CATCGTGCTGGTAACTCTAC3’) (Phillips, 1998), and S97R (5’-CATCTGTCCATTCWACACTAAC-3’) (Peters & Ramírez, 2001); and

(iii)

mitochondrial

cox3:

CAF4A

(5'-ATGTTTACTTGGTGRAGRGA-3')

and

CAR4A

(5'-

CCCCACCARTAWATNGTNAG-3') (Kogame & al., 2005). Sequences were submitted to GenBank

(http://www.ncbi.nlm.nih.gov) and sequence alignments were made using the BioEdit sequence alignment editor (Hall 1999). Nuclear ITS-2 alignment required the addition of several gaps and was treated following the alignment based on sequences’ secondary structure used by Stiger & al. (2003). Partial rbcLS-operon and cox3 sequences were aligned by eye without ambiguity. ITS-2, partial rbcLS-operon and cox3 sequences were concatenated manually. Neighbour Joining (NJ), Maximum Parsimony (MP), and Maximum Likelihood (ML) analyses were completed on all sequence alignments. NJ (model: Kimura 2-parameters) and MP analyses were carried out using MEGA4 software (Tamura & al., 2007). ML (model: GTR+Г+I) analyses were performed with PHYML (Guindon & Gascuel, 2003). To estimate the robustness of internal nodes, bootstrap proportion (BP) values (Felsenstein, 1985) were derived from the parsimony analysis using 2000 replicates. Based on results, robustness of nodes was ranked as strong (BP ≥ 85%), moderate (BP = 70–85%), or weakly supported (BP ≤ 70%). All trees were rooted with a sequence of the Sargassaceae Turbinaria ornata (Turner) J. Agardh (Stiger et al., 2000, 2003; Phillips et al., 2005; Mattio & al., 2008b). RESULTS Acanthocarpicae diversity in the Pacific and nomenclature An in-depth review of the available literature provided 68 Acanthocarpicae taxa and related synonyms originating from the Pacific region (45) and worldwide localities (23) (Table III.3). The resulting dataset mainly includes taxa recorded from inter-tropical Pacific islands but also lists additional taxa of interest from worldwide localities and type species of the various Acanthocarpicae subdivisions (Table III.1). Over 300 Acanthocarpicae specimens were examined from material recently collected on field trips to a number of Pacific islands and from the various herbarium collections studied. Within this dataset, we identified five taxa based on morphological characters (Table III.4). Considering synomymies and the type specimen analysis, four of the five taxa were identified as S. aquifolium, S. ilicifolium, S. swartzii, and S. turbinarioides. The specimens of the fifth taxon did not match any of the species screened in this study, and no similar specimen could be found in any of the herbarium collections examined. It is

106

Ile des Pins, New Caledonia shallow coastal reef down to 56 m deep 5+2

Distribution

107

deeply dentate to serrate

strongly attenuate, conical, coarsely dentate turbinate, forming a deep depression

Margin

Base

Cryptostomata

Apex

large, prominent, dispersed

15/9 mm unconspicuous

Mean length/width

Midrib

distichous

Disposition

Morphological description Axis smooth, slightly compressed, upper parts scorpioid Leaves General shape turbinate

No of specimens (1)

Habitat

S. turbinarioides

Taxa

rounded or oblique

cuneate, asymmetrical

thin, numerous, dispersed

round to acute

obtuse, round or acute, often with a cup-shaped depression thin, numerous, dispersed, rarely aligned

obovate to spatulate, ovate or orbicular, coriaceous or thin, simple alternate and spirally arranged 16/11 mm thin, running near apex or percurrent denticulate to erose or biserrate

oblanceolate, obovate or linear, thin, simple rarely bifid alternate and spirally arranged 22/5 mm thin, running near apex or percurrent thinly denticulate to erose or biserrate

smooth, cylindrical to compressed, and twisted

100+30

reef flat and barrier reef

western Pacific islands

S. ilicifolium

smooth, cylindrical to compressed, and slightly twisted

14+0

Solomon, Vanuatu, New Caledonia reef flat

S. sp.

thin, mostly aligned on each side of the midrib

attenuate, often slightly asymmetrical mostly acute

27/4 mm thin, almost unconspicuous, undulate to dentate

distichous

linear to oblanceolate, slim, coriaceous, simple

smooth and flattened

7+15

reef flat

New Caledonia

S. swartzii

large, prominent, often aligned on each side of the midrib

30/6 mm thick, short or running near apex deeply dentate to serrate, often with 2 rows of serrations attenuate, often slightly asymmetrical obtuse, round or acute

distichous

obovate to elliptical, oblong or linear, coriaceous, simple

smooth and flattened

100+30

eastern and western Pacific islands reef flat and barrier reef

S. aquifolium

Table III.4. Morphological description of Acanthocarpicae species of intertropical Pacific islands, including distribution, habitat, morphological description and systematic position.


108

Acanthocarpicae subsect. Glomerulatae, ser. Platycarpae clade B Zygocarpicae sub-clade D1 Ilicifoliae stat. nov.

non applicable

flattened, branched, with small spines on margins, in glomerules

unisexual or bisexual

unisexual

flattened, simple or branched, with few spines on the apex, in small cymes, rarely associated with a small leaf.

small obovoid or spherical, with elevated cryptostomata, and a short spine like mucro short and cylindrical, or slightly compressed 4 mm

spherical, with raised cryptostomata and a spine-like or leaf-like appendage short and flattened or absent 4 mm

Acanthocarpicae subsect. Biserrulae ser. Ilicifoliae sub-clade D2 Ilicifoliae stat. nov.

mainly unisexual, possibly bisexual flattened and stocky, simple, with serrate margins (♀), or cylindrical and slim, with small spines(♂),in cymes, occasionally in dense glomerules, with coarse spines on margins

6 mm

short and flattened

spherical, smooth, with an ear-like or simple spine-like mucro

Acanthocarpicae subsect. Glomerulatae ser. Binderianae clade E1 Binderianae stat. nov.

slightly flattened and branched, bearing spines on margins, in dense glomerules

bisexual

small obovoid or spherical, smooth or with a short spine-like mucro short, or long and flattened 4 mm

clade E2 Binderianae stat. nov.

Malacocarpicae subsect. Frutiliferae

mainly bisexual, possibly unisexual compressed, branches with spines on margins, in dense glomerules, occasionally flattened and stocky with serrate margin (♀), or cylindrical and slim with small spines (♂), in cymes.

large obovoid or spherical, smooth, with a short mucro, a foliar appendage or a crown long, mostly flattened, and leaf like 8 mm

, number of specimens examined, including recent collections from Pacific islands (first number), and herbarium specimens from localities worldwide (second number); (2), current classification according to available literature; (3), position in phylogenetic trees (Figs III.1—III.3); (4), revised taxonomic placement based on morphological characters and DNA analyses.

(1)

DNA phylogenies (3) This study (4)

Current classification (2)

Systematic placement

Shape

Receptacles

mean diameter Reproduction

Pedicel

Shape

Vesicles


Chapitre III. Résultats labeled here as S. sp. Moreover, after the careful analysis of original diagnoses and the thorough morphological study of type specimens, we propose 15 new synonymies and confirm 27 of the 43 synonymies previously proposed in the literature (Table III.3). As a result, we recognize 30 synonym epithets to S. aquifolium, 22 to S. ilicifolium and three to S. swartzii.

Current classification

New classification

sect. Malacocarpicae

sect. Sargassum

IRD-A1537 S. obtusifolium (HI) 99/99

UPF2754 S. pacificum (FP) UPF2783 S. pacificum (FP)

A

UPF3972 S. pacificum (FP)

97/94

IRD-A1511 S. carpophyllum (NC) 93/90

IRD-A1519 S. carpophyllum (NC)

B1

sect. Zygocarpicae

B2

sect. Acanthocarpicae

IRD-A1516 S. carpophyllum (NC)

98/92

IRD-A1604 S. turbinarioides (NC)

85/92

sect. Zygocarpicae

IRD-A1590 S. polycystum (FJ) 100/99

IRD-A1571 S. polycystum (FJ) IRD-A1642 S. polycystum (Va)

C

sect. Polycystae

sect. Polycystae

IRD-A1640 S. polycystum (Va) 100/98

99/99

IRD-A1609 S. sp. (NC) IRD-A1634 S. sp. (Va)

(1)

100/99 89/77

72/70

D1


D2


E1


E2


IRD-A1569 S. ilicifolium (FJ)

sect. Ilicifoliae

IRD-A1589 S. ilicifolium (FJ) 98/92

IRD-A1616 S. ilicifolium (NC) IRD-A1618 S. ilicifolium (NC)

IRD-A1532 S. swartzii (NC)

98/98

IRD-A3912 S. swartzii (NC) 60 99/94

70/73

UPF3976 S. aquifolium (FP) IRD-A1624 S. aquifolium (NC)

sect. Binderianae

WELT-A23190 S. aquifolium (K) 96/94

IRD-A1681 S. aquifolium (Va) IRD-A1660 S. aquifolium (S)

92/79

IRD-A1582 S. aquifolium (FJ) Sh1466 S. aquifolium (HI)

IRD-A4010 S. decurrens (NC)

(2) 100/99

IRD-A1602 S. decurrens (NC) IRD-A1526 S. decurrens (NC) IRD-A1536 T. oranata (NC) 0.01

Figure III.1. NJ tree based on concatenate alignment (ITS-2 + partial rbcLS-operon + cox3), BP are indicated for NJ/MP methods when above 50. (1) subgen. Sargassum; (2) subgen. Phyllotrichia. Current classification: (A) sect. Malacocarpicae, (B1) sect. Zygocarpicae, (B2, D & E) sect. Acanthocarpicae, (C) sect. Polycystae. New classification as proposed in this study: (A) sect. Sargassum (= Malacocarpicae), (B) sect. Zygocarpicae, (C) sect. Polycystae, (D) sect. Ilicifoliae, (E) sect. Binderianae; Root: Turbinaria ornata. Sampling area abbreviations: C, China; EI, Easter Island; FJ, Fiji; FP, French Polynesia; G, Guadeloupe, HI, Hawaii; JP, Japan; K, the Kermadec Islands; M, Malaysia; NC, New Caledonia; Pan, Panama; S, the Solomon Islands; Sey, Seychelles; T, Taiwan; V, Vietnam; Va, Vanuatu.

109


EU833427 S. obtusifolium (HI) EU833428 S. obtusifolium (HI) EU100794 S. obtusifolium (HI) 94/95 EU100784 S. pacificum (FP) EU100783 S. pacificum (FP) 69/80 93/77 EU100774 S. pacificum (FP) EU100799 S. carpophyllum (NC) 69/72 AB043067 S. carpophyllum (JP) EU100797 S. carpophyllum (NC) 65/82 EU882256 S. turbinarioides (NC) AB043113 S. myriocystum* (JP) 98/98 AB043613 S. stolonifolium* (M) 66/76 EU833421 S. polycystum (FJ) EU882248 S. sp. (NC) 89/93 EU833457 S. sp. (Va) 87/87 EU833450 S. sp. (S) AB043111 S. mcclurei (V) 93/91 96/98 AB043112 S. quinhonense (V) AB043614 S. duplicatum* (JP) 64/62 AY315637 S. duplicatum* (T) AY315631 S. berberifolium* (T) 79/70 EU833454 S. ilicifolium (S) AY315635 S. sandei* (T) AY315630 S. cristaefolium* (T) EU833436 S. ilicifolium (FJ) EU833452/53 S. ilicifolium (S) AY315629 S. duplicatum* (T) 56/EU169861 S. sp. 2 (Sey) EU833434/35 S. ilicifolium (NC) EU833437/38 S. ilicifolium (FJ) EU882249 S. ilicifolium (NC) AB043666 S. patens (JP) 98/98 EU882255 S. swartzii (NC) EU882254 S. swartzii (NC) 82/74 EU882252/53 S. aquifolium (NC) EU100800 S. echinocarpum* (NC) 54/EU882250 S. aquifolium (K)

Current classification

New classification

A

sect. Malcocarpicae

sect. Sargassum

B1

sect. Zygocarpicae

B2


70/79

-/-

88/93

(1)

C

sect. Polycystae

D1


D3

incertae sedis

sect. Zygocarpicae

sect. Polycystae

sect. Ilicifoliae D2


E3

incertae sedis

E1


EU833429 S. aquifolium (HI) AY315634 S. ilicifolium var. conduplicatum* (T) 52/55 EU833455 S. aquifolium (Va) AB043115 S. aquifolium (V) EU100795 S. echinocarpum* (FP) EU833432/33 S. aquifolium (FJ) EU833431 S. aquifolium (FJ) E2 EU833445 S. aquifolium (S) EU833456 S. aquifolium (Va) EU100796 S. echinocarpum* (HI) AB043118 S. crassifolium* (JP) AB043116 S. binderi* (M) EU833430 S. aquifolium (HI) AB043117 S. crassifolium* (M) EU833441 S. aquifolium (S) AY315632 S. crassifolium* (T) EU833447 S. aquifolium (S) EU833449 S. aquifolium (S) (2) AB043573 S. thunbergii (JP) AB043565 S. ringoldianum (JP) 97/95 74/75 AB043106 S. siliquastrum (JP) EU100773 S. decurrens (NC) EU882257 S. decurrens (NC) EU882258 S. decurrens (NC) EU100772 T. ornata (NC)

95/93

(3) 99/98

sect. Binderianae sect. Acanthocarpicae

0.01

Figure III.2. NJ tree based on ITS-2 alignment, BP are indicated for NJ/MP methods when above 50. (1) subgen. Sargassum; (2) subgen. Bactrophycus; (3) subgen. Phyllotrichia. Current classification: (A) sect. Malacocarpicae, (B1) sect. Zygocarpicae, (B2, D & E) sect. Acanthocarpicae, (C) sect. Polycystae (D3 & E3) incertae sedis. New classification as proposed in this study: (A) sect. Sargassum (= Malacocarpicae), (B) sect. Zygocarpicae, (C) sect. Polycystae, (D) sect. Ilicifoliae, (E) sect. Binderianae. Root: Turbinaria ornata. See

110

Chapitre III. Résultats Fig. III.1 footnote for sampling area abbreviations. (*) indicates synonym epithets (see Appendix 2). For details on sequences starting with ‘EU’ see Appendix 1, with ‘AB’ see Stiger & al. (2000, 2003), and with ‘AY’ see Oak & al. (unpublished data available on GenBank).

DNA analyses A total of 30 new sequences were obtained for specimens from New Caledonia, Easter Island, and the Kermadec Islands and submitted to GenBank (Table III.2). A total of 73 ITS-2, 46 partial rbcLSoperon, and 41 cox3 sequences, including 63, 37, and 30 GenBank sequences, respectively, were aligned. Total length of ITS-2 sequences were 600 bp including gaps. The partial rbcLS-operon sequences included 513 bp of the flanking rbcL, the complete spacer (155 bp), and 67 bp of the flanking rbcS for a total length of 747 bp including gaps; except for the GenBank sequences of S. hystrix (AF301228), S. natans (AF301234), and S. platycarpum (AF301230) (Phillips & Fredericq, 2005) which corresponded only to the 337 last bp of the alignement. The cox3 sequences were 435 bp long with no gap in alignment. Concatenate sequences (ITS-2 + partial rbcLS-operon + cox3) were 1695 bp long including gaps. NJ, MP, and ML analyses of the three markers - concatenate or separate - produced similar tree topologies; we thus choose to show only NJ-phylogenies based on the alignment of (i) the concatenate sequences (ITS-2 + partial rbcLS-operon + cox3, Fig. III.1), (ii) the nuclear ITS-2 sequences (Fig. III.2) and, (iii) the chloroplastic partial rbcLS-operon sequences (Fig. III.3). Analyses displayed two or three strongly supported monophyletic groups representing subgenera Sargassum, Bactrophycus, and Phyllotrichia (BP ≥ 85(64)%, Figs III.1—III.3). The analyses based on concatenate sequences displayed five strongly supported clades (A—E, Fig. III.1) within subgen. Sargassum. They represented the current sections Malacocarpicae (clade A, BP: 99%), Zygocarpicae (sub-clade B1, BP ≥ 90%), Acanthocarpicae (sub-clade B2 and clades D & E, BP ≥ 92%) and, Polycystae (clade C, BP ≥ 99%). Analyses based on separate markers (Figs III.2 & III.3) displayed similar results but included additional clades due to sequences published by Stiger & al. (2000, 2003) (sub-clades D3 & E3, Fig. III.2) and Phillips & Fredericq (2000) (clade F, Fig. III.3). In all analyses, the Acanthocarpicae section appeared clearly polyphyletic with representatives clustering in sub-clades B2, D1, D2, E1, and E2 (Figs III.1—III.3). Sequences for the five taxa identified in this study clustered in the in these five distinct clades leading to the hypothesis that they should be regarded as separate entities. The representatives of the unidentified taxon (S. sp.) clustered in sub-clade D1 (Figs III.1—III.3, BP 90-100%), as a sister group of the GenBank ITS-2 sequences available for S. mcclurei and S. quinhonense (Stiger & al., 2000; subclade D3, Fig. III.1). Representatives of S. ilicifolium sequenced in this study clustered in sub-clade D2 (Figs III.1—III.3, BP 56-98%) with GenBank sequences S. ilicifolium from Japan (Stiger & al., 2003, as S. duplicatum; Fig. III.2), from Taiwan (Oak et al., unpub. data, as S. berberifolium, S. cristaefolium, S. duplicatum, and S. sandei; Fig. III.2), and from Fiji, New Caledonia, and the Solomon Islands (Mattio & al., in press; Figs III.1—III.3). The GenBank ITS-2 sequence available for S. patens from Japan clustered in clade D (subclade D3, Fig. III.2), as a

111

Chapitre III. Résultats sister group to the two representatives of S. swartzii (Figs III.1—III.3, subclade E1, BP 72—98%) and the various representatives of S. aquifolium (Figs III.1—III.3, sub-clade E2, BP 52—96%). The subclade E2 contained representatives of S. aquifolium sequenced in this study as well as GenBank sequences for the same taxon from Vietnam, Malaysia, and Japan (Stiger & al., 2003, as S. crassifolium and S. binderi, Fig. III.2), from Taiwan (Oak & al, unpub. data, as S. crassifolium and S. ilicifolium var. conduplicatum, Fig. III.2), from South Pacific islands (Mattio & al. in press, Figs III.1—III.3), and from Hawaii (Phillips & al., 2005, as S. echinocarpum, Fig. III.3). The sequences available for S. turbinarioides from New Caledonia clustered with the Zygocarpicae group (clade B, Figs III.1—III.3) with sequences available for S. carpophyllum from New Caledonia (Mattio & al., in press; this study, Figs III.1—III.3) and Japan (Stiger & al., 2003, Fig. III.2) and not with other Acanthocarpicae taxa as expected. Similarily, the GenBank rbcLS sequence available for S. hystrix (type species for sect. Acanthocarpicae, see Table III.1 and the Typification & new combinations section in this paper) clustered within the Malacocarpicae group (clade A, Fig. III.3) and not with other Acanthocarpicae taxa as expected. Finally, the GenBank rbcLS sequence available for S. platycarpum (Phillips & Fredericq, 2000) clustered as a separate entity (clade F, Fig. III.3). DISCUSSION The wide polymorphy range observed in Sargassum species has led to several taxonomic ambiguities since the original description of this genus. The study of individual species’ morphological range underlined inconsistencies within low taxonomic levels (subsections, series, and species groups), and highlighted the weak taxonomic value of traditional characters used to classify species into sections. Based on a comprehensive specimen dataset, a three-markers phylogeny, and the study of numerous type specimens, our work sought to elucidate significant taxonomic issues within subgen. Sargassum sect. Acanthocarpicae. Our findings demonstrate that the section Acanthocarpicae is not monophyletic and should be considered as a synonym of the section Malacocarpicae. As such we propose to that several taxa traditionnally attributed to sect. Acanthocarpicae be classified into two new sections. Based on our morphological analyses, we also recommend that a number of new synonymies be recognized and propose to abandon the use of subsectional taxonomic levels such as sub-sections, series, and species groups. Polyphyly of sect. Acanthocarpicae The section Acanthocarpicae is traditionally recognized from Malacocarpicae and Zygocarpicae on the basis of flattened and spiny receptacles. In our phylogenies, taxa exhibiting spiny receptacles were represented in five of the six clades (A—F, Figs III.1—III.3) of subgen. Sargassum: (i) Sargassum hystrix (type species for sect. Acanthocarpicae, see the Typification & new combinations section in this study) clustered within the sect. Sargassum group (clade A) (= sect. Malacocarpicae, see the New

112

Chapitre III. Résultats Current classification

New classification

A

sect. Malacocarpicae

sect. Sargassum

B1

sect. Zygocarpicae

B2


EU100820 S. obtusifolium (HI) AF195516 S. obtusifolium (HI) AF301234 S. natans (TX) AF301228 S. hystrix (Pan) EU100812 S. pacificum (PF) EU100813 S. pacificum (PF) 66/65

EU100811 S. pacificum (PF)

-/-

AF244328 S. obtusifolium (HI) EU100806 S. carpophyllum (NC)

56/-

84/98

EU100804 S. carpophyllum (NC) EU882265 S. turbinarioides (NC) AF301230 S. platycarpyum (Gua)

77/73 99/98 98/97

sect. Zygocarpicae

F

sect. Acanthocarpicae sect. nov.?

C

sect. Polycystae

EU833472 S. polycystum (FJ) EU833475 S. polycystum (Va)

sect. Polycystae

AF244326 S. myriocystum* (JP) 94/97 90/94

EU833473 S. sp. (Va) EU882259 S. sp. (NC)

-/-


D2


E1


E2


EU882260 S. ilicifolium (NC)

85/64 81/73

(1)

D1

sect. Ilicifoliae

EU833467 S. ilicifolium (FJ) EU833468/69 S. ilicifolium (FJ)

72/89

EU882264 S. swartzii (NC) EU100807 S. swartzii (NC) EU882262 S. aquifolium (NC) EU882261 S. aquifolium (K)

94/93 96/95

EU100809 S. echinocarpum* (FP) EU882263 S. aquifolium (NC)

96/98

sect. Binderianae

EU100821 S. echinocarpum* (HI) 90/95

AF076689 S. echinocarpum* (HI) AY590501 S. echinocarpum* (HI) EU833477 S. aquifolium (Va)

66/76

EU833476 S. aquifolium (Va) EU833462 S. aquifolium (S) EU833464 S. aquifolium (FJ) EU833466 S. aquifolium (FJ)

(2)

AF244332 S. thunbergii (JP) 95/93

AF292068 S. muticum (JP)

EU100803 S. decurrens (NC)

(3) 100/99

EU882266 S. decurrens (NC) EU882267 S. decurrens (NC) EU100812 T. ornata (NC)

0.005

Figure III.3. NJ tree based on partial rbcLS-operon alignment alignment, BP are indicated for NJ/MP methods when above 50. (1) subgen. Sargassum; (2) subgen. Phyllotrichia Current classification: (A) sect. Malacocarpicae, (B1) sect. Zygocarpicae, (B2, D, E & F) sect. Acanthocarpicae, (C) sect. Polycystae. New classification as proposed in this study: (A) sect. Sargassum (= Malacocarpicae), (B) sect. Zygocarpicae, (C) sect. Polycystae, (D) sect. Ilicifoliae, (E) sect. Binderianae, (F) sectio nova?. Root: Turbinaria ornata. See Fig. III.1 footnote for sampling area abbreviations. (*) indicates synonym epithets (see Appendix 2). For details on sequences starting with ‘EU’ see Appendix 1, with ‘AF’ see Phillips & Fredericq (2000).

combination section in this study); (ii) S. turbinarioides clustered with the type species of sect. Zygocarpicae (S. carpophyllum, clade B); and (iii) the sequences for seven other taxa clustered into three independent clades (D, E & F; Figs III.1—III.3). Clade D included GenBank sequences for representatives of sect. Phyllocystae (S. mcclurei and S. quinhonense, sub-clade D3, Fig. III.2), the unidentified taxon S. sp. (sub-clade D1, Figs III.1—III.3), and S. ilicifolium (sub-clade D2, Figs III.1— III.3). Clade E included sequences for representatives of S. swartzii (sub-clade E1) and S. aquifolium (sub-clade E2). Clade F (Fig. III.3) included only one sequence of S. platycarpum. These results suggest that (i) the type species for sect. Acanthocarpicae (S. hystrix) is related to sect. Sargassum

113

Chapitre III. Résultats (=sect. Malacocarpicae, see the New combination section in this study); (ii) three distinct and independent evolutionary entities (clades D, E & F) are included under the traditional concept of sect. Acanthocarpicae (Figs III.1—III.4); (iii) S. turbinarioides is a member of sect. Zygocarpicae; and (iv) the character “spiny receptacles” found in five distinct clades should no longer be considered as diagnostic of sect. Acanthocarpicae.

Taxonomic value of subsectional levels The placement of species within a section or its subdivisions is often difficult and illustrates the challenge between a high intra-specific polymorphy and a classification system based on ancient and fragmentary material not representative of species' polymorphy (pers. obs.). The synonymies proposed in this study, or in previous works (Table III.3), lend strong support to the notion that subsections, series, and species groups do not form monophyletic entities (Fig. III.4). The traditional identification of the sections of subgen. Sargassum is based exclusively on the morphology of receptacles. The section Acanthocarpicae is conventionally recognized on the basis of flattened and spiny receptacles arranged in dense glomerules (subsect. Glomerulatae) or racemes (subsect. Biserrulae), and possibly exhibiting malacocarpic male receptacles (subsect. Biserrulae ser. Plagiophyllae). In this study, several taxa traditionally attributed to various subdivisions of sections Glomerulatae and Biserrulae were synonymized with S. aquifolium on account of indisputable similarities in the morphology of axes, leaves, and vesicles. The situation is similar for S. ilicifolium (Table III.3). The analysis of the morphological variation of Pacific specimen’s receptacles stressed the occurrence of three types of reproductive organs with intermediate morphologies for both S. aquifolium and S. ilicifolium: (i) receptacles predominantly female with a tendency to be flat, stocky, and dentate; (ii) receptacles bisexual, glomerulate and spiny; and (iii) receptacles predominantly male, tending toward being slender and cylindrical with only very few spinules. This is congruent with the work of Setchell (1935b), who observed these three types of receptacles in S. aquifolium (as S. oligocystum) from the Solomon Islands. As such, due to receptacle polymorphy, receptacle morphology may be of little value when attempting to distinguish between various Acanthocarpicae taxonomic levels. Our morphological observations of Pacific islands species and the numerous synonymies proposed in this study lend further support to this claim. Consequently, we recommend that Acanthocarpicae subsections and hence series and species groups be abandoned.

Taxonomic issues As a direct result of this study, we propose that (i) sect. Acanthocarpicae be considered as synonym of sect. Sargassum; (ii) S. turbinarioides be transferred to sect. Zygocarpicae; (iii) ser. Ilicifoliae be elevated to section rank to fit members of clade D, which includes the type species for the series (S. ilicifolium); (iv) ser. Binderianae be elevated to section rank to fit members of clade E, including the current epithet for the type species of the series (S. aquifolium = S. binderi, synonymy proposed by

114

Chapitre III. Résultats Mattio & al., in press). The two sections Ilicifoliae (J. Agardh) stat. nov., and Binderianae (J. Agardh) stat. nov. are re-described based on new key morphological characters (see the Typification & new combinations section in this paper). Diagnostic characters to discriminate the two sections were difficult to identify because of morphological convergence and important polymorphy. The organization of the specimens’ axes and the morphology of their leaves appeared as the best distinctive traits, contrasting with the reproductive characters used to define other sections of subgen. Sargassum. The clade F (Fig. III.3) could represent a third new section that could be elevated from ser. Platycarpae. However, because this clade is represented only by one sequence of the series’ type species (S. platycarpum), we recommend that more morphological and molecular analyses are carried before it is accepted.

Figure III.4. (A) Synthetic overview of the traditional subgen. Sargassum classification system (based on morphological characters) focusing on sect. Acanthocarpicae; and (B) new classification as proposed in this study (based on DNA phylogeny - branch length adjusted for drawing convenience). Dashed line indicate hypothetic placement; type species for each terminal sub-division are indicated in boldface; changes in taxa’s taxonomic position are indicated by different shaded boxes with reference to the new classification (B); conspecific names are indicated by similar symbols, and only current epithets are shown in (B); species list nonexhaustive.

Further taxonomic issues arise from this work: (i) we recommend the transfer of S. plagiophyllum (= S. stolonifolium, synonymy proposed in this study, see Table III.3) from sect. Acanthocarpicae to section Polycystae Mattio & Payri on the basis of DNA analyses and examination of the type specimen (PC-AB14948, neotype, hic designatus, see the Typification & new combinations section in

115

Chapitre III. Résultats this paper); (ii) we confirm the transfer of S. patens from subgen. Phyllotrichia to subgen. Sargassum as suggested by Stiger & al. (2003) and we further propose to consider it as a member of sect. Binderianae; and (iii) we confirm the transfer of S. mcclurei and S. quinhonense from sect. Phyllocystae (subgen. Bactrophycus) to subgen. Sargassum as proposed by Stiger & al. (2000), and we further propose to consider it as a member of sect. Ilicifoliae. However we recommend that the type species for section Phyllocystae (S. phyllocystum Tseng & Lu) be studied before to accept or not the proposition of Stiger & al. (2000) to merge this section into subgen. Sargassum. The status of other species traditionally classified as section Acanthocarpicae, including all subsections, series and species groups but not examined during this study, warrants further investigation. For now, we recommend that their taxonomic placement be considered as uncertain. TAXONOMIC NOTES Among taxa currently recognized under sect. Acanthocarpicae sensu J. Agardh (1889) and Abbott & al. (1988), S. binderi Sonder, S. crassifolium J. Agardh, S. cristaefolium C. Agardh, S. duplicatum Bory de Saint-Vincent, S. echinocarpum J. Agardh, and S. oligocystum Montagne are the most common species recorded throughout the western- and Indo-Pacific regions (Cordero, 1981; Phillips, 1995; Guiry & Guiry, 2008). Their synonymy with S. aquifolium (Turner) C. Agardh and S. ilicifolium (Turner) C. Agardh deserves special attention and is discussed below. The species complex ilicifolium-cristaefolium-duplicatum Fucus ilicifolius Turner was described by Turner (1807:113) from a specimen collected in the Sunda Strait, Indonesia (holotype: BM 562953). Later, C. Agardh (1820:11) transferred this species to Sargassum and it was designated as the type species of ser. Ilicifoliae (sect. Acanthocarpicae, subsect. Biserrulae) (J. Agardh, 1889; Tseng & Lu, 2002c). Sargassum cristaefolium C. Agardh was described by C. Agardh (1820:13) from a specimen collected in an unknown locality (holotype: LD 2451) and placed in ser. Platycarpae (sect. Acanthocarpicae, subsect. Glomerulatae) (J. Agardh, 1889; Tseng & Lu, 1997b). Sargassum duplicatum Bory de Saint-Vincent was described by Bory de Saint-Vincent (1828:127) based on two specimens, one collected between Tahiti and New Zealand and the other in the Falkland Islands (syntypes: PC TA8267). It was also placed in ser. Platycarpae (J. Agardh, 1889; Tseng & Lu, 1997b). Sargassum ilicifolium var. duplicatum J. Agardh was described by J. Agardh from a specimen collected in the Mollucas (J. Agardh, 1848:318); the author proposed S. duplicatum Bory de Saint-Vincent as a possible synonym. By raising this variety to the rank of species as S. duplicatum, J. Agardh (1889:90) created a later homonym of Bory de Saint-Vincent’s species, consequently, S. duplicatum J. Agardh is currently regarded as illegitimate (Silva & al., 1996). Sargassum duplicatum Bory de Saint-Vincent, S. ilicifolium var. duplicatum J. Agardh, and S. duplicatum J. Agardh nom. illeg. are currently regarded as synonym of S. cristaefolium C. Agardh

116

Chapitre III. Résultats (Silva & al., 1996; Guiry & Guiry, 2008). This synonymy was first proposed by Grunow (1915:398) and later supported by Wormersley & Bailey (1970:296). Based on their observation that S. cristaefolium has leaves with two rows of serrations, Ajisaka & al. (1997) proposed that S. duplicatum Bory de Saint-Vincent be regarded as the correct name for the species with cup-shaped leaves. However, the authors must have failed to examine the type material of S. cristaefolium and misinterpreted the original diagnosis because both diagnosis and type material clearly show conduplicated leaves and not two rows of serrations. Consequently, we believe S. duplicatum Bory de Saint-Vincent should remain a synonym of the earlier described S. cristaefolium C. Agardh. Taxonomic ambiguities referring to and confusion between S. ilicifolium and S. cristaefolium are commonly encountered in the literature. Several studies have underlined morphological similarities between the two species (Harvey, 1834:147; Grunow, 1915:398; Womersley & Bailey, 1970:299). Moreover, Ajisaka & al. (1997) synonymized S. sandei with S. cristaefolium, whereas Tsuda (1988:60) proposed that the same species be regarded as a synonym of S. ilicifolium. The morphological variations observed between the two species may be linked to habitat conditions (Womersley & Bailey 1970). Available studies on the polymorphy of both taxa (Terawaki & al., 1983; Soe-Htun & Yoshida, 1986; Ajisaka & al., 1997; Ajisaka, 2006), our observations of specimens collected from New Caledonia, Fiji, and the Solomon Islands and the examination of Sargassum ilicifolium and S. cristaefolium type specimens corroborate this latter hypothesis and led us to conclude that both taxa are part of the same species’ morphological continuum. Fucus ilicifolius Turner (1807) has priority upon S. cristaefolium C. Agardh (1820), therefore, S. ilicifolium (Turner) C. Agardh has to be considered the correct name, as proposed by Mattio & al. (in press). The species complex aquifolium-crassifolium-echinocarpum Fucus aquifolius was described by Turner (1807:111—112) based on a specimen collected in the Sunda Strait, Indonesia (holotype: BM 563434). Later C. Agardh (1820:12) transferred this species to Sargassum. Bory de Saint-Vincent (1828:128) identified this species from specimens collected in New Zealand, New Ireland (Papua New Guinea), and Africa. J. Agardh (1848:330) stated that the leaves of Bory de Saint-Vincent’s specimen displayed the same shape as those described by Turner, but that the receptacles looked different. The author described S. crassifolium J. Agardh (J. Agardh, 1848:326— 327) based on Bory de Saint-Vincent’s S. aquifolium specimens (LD#2416 & 2417). He next described S. echinocarpum J. Agardh (J. Agardh, 1848:327) from a specimen identified by C. Agardh as S. aquifolium (Turner) C. Agardh (LD#2392), and from a specimen preserved in Binder’s herbarium (LD#2389). Both specimens were collected in Hawaii. Thus, based on specimens identified as S. aquifolium by C. Agardh and Bory de Saint-Vincent, J. Agardh recognized three species: S. aquifolium, S. crassifolium, and S. echinocarpum. Examination of type specimens for the three species underlines their strong similarity. Given the observed morphological variation observed in specimens from the Pacific islands and the work of Magruder (1988) on S. echinocarpum’s morphological

117

Chapitre III. Résultats variability, we recommend that S. crassifolium J. Agardh and S. echinocarpum J. Agardh be considered as synonyms of the earlier described S. aquifolium (Turner) C. Agardh, as proposed by Mattio & al. (in press). Sargassum binderi and S. oligocystum Sargassum oligocystum Montagne was first described by Montagne (1845) based on a specimen from the Sunda Strait (Lampoung Bay-Sumatra, Indonesia: PC AB14904), and traditionally placed in sect. Acanthocarpicae, subsect. Glomerulatae, ser. Binderianae (Grunow, 1915; Tseng & Lu, 1995c). Sargassum binderi Sonder was described by Sonder in J. Agardh (1848:328) from specimens collected in several localities, including the Sunda Strait (TCD 113a), and was designated as the type species for ser. Binderianae (Grunow, 1915; Tseng & Lu, 1995a). Womersley & Bailey (1970) later synonymized S. binderi with S. oligocystum. However, according to Prud’homme van Reine (2002) and Wong & al. (2007), these two species should be considered as separate entities due to S. binderi and S. oligocystum being monoecious and dioecious respectively; as well as showing differences in receptacles and vesicles shape, and alginate contents. The examination of type specimens, both originating from the Sunda Strait, and the study of several collections from various geographic origins led us to regard the two species as synonyms of S. aquifolium, also described from the same locality.

Typifications & new combinations

Æ Sargassum hystrix J. Agardh, Nya alger från Mexico 4: 7. 1847. Campeche Bank, Mexico, coll. Liebman, C! AT1353, lectotyp. nov. prop.

Æ Sargassum aquifolium (Turner) C. Agardh, basionym: Fucus aquifolius Turner, Fuci, 1: 11-112. 1807. Sunda Strait, Indonesia, coll. Watts, syntypes: BM! 563434 (syntype collection, 3 fragments): lectotyp. nov. prop.

Æ Sargassum plagiophyllum Mertens ex C.Agardh, Syst. Alg.: 304. 1824. Indian Ocean, coll. Reynaud, PC! AB14948, neotyp. nov. prop. Notes. No designated type material for this species could be found in any of the herbarium collections studied. One specimen found in the Mertens’ collection (PC AB14948) and showing the name “M. Reynaud” was probably collected from the Indian Ocean during the Baudin expedition onboard the Gabarre "la Chevrette" in the early 19th century. The name “plagiophyllum’ was added later by the hand of C. Agardh. As this specimen from the type locality appears as the only material identified by C. Agardh as S. plagiophyllum, we propose to call it the neotype.

Æ Acanthocarpicae (J. Agardh) Abbott & al. Tax. Econ. Seaweeds 2: 56. Sargassum hystrix J. Agardh lectotyp. sp. nov. prop. Notes. No type species has ever been explicitely designated for section Acanthocarpicae since its first description by J. Agardh (1848) as tribe Acanthocarpa J. Agardh. For the purpose of nomenclatural revision in this study, we propose that S. hystrix J. Agardh be considered as the lectotype species of

118

Chapitre III. Résultats sect. Acanthocarpicae (J. Agardh) Abbott & al. (hic designatus) because it is the first of the eight species attributed to tribe Acanthocarpa by J. Agardh (1848).

Æ sect. Sargassum nom. autonym. Subgen. Sargassum, sect. Sargassum; typus: S. bacciferum (Turner) C. Agardh [currently considered synonym of S. natans (Linnaeus) Gaillon] = subgen. Sargassum, sect. Malacocarpicae J. Agardh; typus: not designated, includes S. bacciferum [currently considered synonym of S. natans (Linnaeus) Gaillon]. = subgen. Sargassum, sect. Acanthocarpicae J. Agardh; typus: S. hystrix J. Agardh Note: According to Article 22.1 of the International Code of Botanical Nomenclature (ICBN, McNeill & al. 2007) every subdivision of a genus containing the type of the legitimate name adopted for the genus must repeat the genus name unchanged. This was previously applied to subgenus rank only and must therefore be applied to subdivisions of the genus. The genus’ type, S. bacciferum (=S. natans), is currently classified within section Malacocarpicae J. Agardh (J. Agardh, 1889; Phillips & Fredericq, 2000; this study: Fig. III.3), which automatically falls under the synonymy of sect. Sargassum.

Æ Illicifoliae (J. Agardh) stat. nov. Subgen. Sargassum, sect. Ilicifoliae (J. Agardh) Mattio & Payri; typus: S. ilicifolium (Turner) C. Agardh. Emended description: Thallus bearing cylindrical to slightly compressed axes possibly twisted, alternately and spirally arranged; broadly spatulate leaves with cuneate or rounded unequal basis, cryptostomata thin, numerous, dispersed, rarely aligned, and serrate to dentate margins; vesicles supported by a short pedicel, sphaerical to obovoid, smooth, with an ear-like or simple spine-like mucro; receptacles bearing spine-like protuberances, mostly unisexual and showing a male/female dimorphism. Species included in this section: S. mcclurei Setchell, S. quinhonense Nguyen, S. sp. (this study).

Æ Binderianae (Grunow) stat. nov. Subgen. Sargassum, sect. Binderianae (Grunow) Mattio & Payri; typus: S. binderi Sonder [currently considered synonym of S. aquifolium (Turner) C. Agardh]. Emended description: Thallus bearing strongly flattened axes distichously arranged in one plan; elongated spatulate leaves with attenuated basis, cryptostomata thin to large, mostly aligned on each side of the midrib, and dentate margins; vesicles supported by a long pedicel, sphaerical to obovoid, smooth or with a short mucro, a foliar appendage or crown, or differentiated into phyllocysts; receptacles mostly bisexual, with serrate margins and arranged in dense cymose glomerules. Species included in this section: S. patens C. Agardh, S. swartzii C. Agardh. ACKNOWLEDGMENTS The sequence of authors was determined by order of decreasing contribution (or the SDC approach of Tscharntke & al., 2007). We would like to aknowledge Dr. W. Nelson for providing samples from

119

Chapitre III. Résultats New Zealand. Thanks also to J. Munzinger for usefull discussions. Many thanks to F. Mineur and to Dr P.O. Ang for pictures of Sargassum collection from TCD (Ireland) and AST (China) respectively. LM expresses her gratitude to all curators involved in the search and loans of specimens. C. Wabnitz is thanked for improving the English of the manuscript and useful comments. We are indebted to M. Perret-Boudouresque for bibliographical assistance. LM was supported by a Province Sud (New Caledonia) Doctoral Research Scholarship, UMR 7158 (IRD-Nouméa, New Caledonia) and UMR6540 (COM, Marseille, France). REFERENCES [voir les références biobliographiques générales à la fin du manuscrit]

120

Chapitre III. Résultats 1.2.

Contributions à la révision des autres sections et sous-genres

Le but de ce chapitre est de présenter les phylogénies moléculaires de Sargassum les mieux soutenues et les plus complètes à ce jour. Confrontée à la classification traditionnelle du genre, ces phylogénies moléculaires permettent de tester cette classification et de résoudre d’éventuelles ambigüités taxonomiques. Les contributions phylogénétiques avec séquences disponibles en ligne sur la GenBank ont été publiées principalement pour le marqueur ITS-2 par Stiger et al. (2000, 2003) dans le cadre d’une étude du sous-genre Bactrophycus dans le Pacifique nord-est, et pour l’opéron RubisCo par Phillips et Fredericq (2000) et Phillips et al. (2005) dans le cadre d’une étude du sous-genre Sargassum dans le Pacifique nord-ouest et le golfe du Mexique. A leurs séquences s’ajoutent 274 séquences obtenues au cours de la thèse et soumises à la GenBank pour les mêmes marqueurs ainsi que pour le marqueur mitochondrial cox3. Les séquences de la thèse correspondent principalement à des taxons du Pacifique sud appartenant au sous-genre Sargassum (22 taxons) mais également Phyllotrichia (une espèce) et Arthrophycus (une espèce). Des séquences pour plusieurs autres marqueurs nucléaires (18S, 23S, 28S, ITS-1) et chloroplastiques (psaA) sont également disponibles sur la GenBank. Ces contributions isolées sont dues principalement à l’étude de la phylogénie des Phaeophyceae (Rousseau et al. 1999, Cho et al. 2006, Sherwood et Prestings 2007) et ne représentent qu’une faible partie de la totalité des séquences (~10%, Tableau III.5). Au total 463 séquences représentant 76 taxons différents sont disponibles. Il est intéressant de noter que le nombre de taxons séquencés pour chacun des sous-genres du genre Sargassum est cohérent avec la représentativité de chacun de ces sous-genres dans le monde (Phillips 1995). Ainsi, le sous-genre Sargassum est représenté par des séquences de 46 taxons, le sousgenre Bactrophycus par des séquences de 26 taxons, alors que les sous-genres Arthrophycus et Phyllotrichia sont représentés chacun par des séquences de seulement 2 taxons. Il est important de noter que certains jeux de séquences publiés sur la GenBank, ne se référent à aucune étude disponible dans la littérature. Dans ce cas, il est impossible de savoir comment les taxons ont été identifiés et les séquences correspondantes doivent être considérées avec précaution. Compte tenu de leur représentativité en nombre de séquences disponibles (72%) et de taxons séquencés (100%), ce sont l’ITS-2 (209 séquences, 66 taxons), et la RubisCo (125 séquences, 40 taxons) qui ont été retenus pour construire la phylogénie la plus complète du genre Sargassum. Le marqueur cox3 représente une part significative des séquences et des taxons publiés à ce jour (85 séquences et 25 taxons), toutefois il n’a pas été analysé dans ce chapitre car (i) les taxons séquencés pour ce marqueur le sont également pour l’ITS-2 et la RubisCO, (ii) des analyses préliminaires ont montré des résultats identiques à ceux obtenus avec les deux autres marqueurs, (iii) la prise en compte des séquences cox3 dans les analyses de séquences concaténées « ITS-2 + RubisCo + cox3 » n’apporte pas plus de soutien bootstrap dans les phylogénies que si l’on considère seulement « ITS-2 +

121

Chapitre III. Résultats RubisCO », et (iv) plusieurs séquences disponibles pour l’ITS-2 et la RubisCo ne le sont pas pour le cox3. Trois types de phylogénies moléculaires ont été générés: (i)

une phylogénie générale concaténée incluant une sélection d’un maximum de taxons pour lesquels des séquences sont disponibles pour les deux marqueurs (ITS-2 + RubisCO) – c'est-à-dire exclusivement les séquences obtenues au cours de la thèse (Tableau III.5, Annexe III, Fig. III.5-A);

(ii)

des phylogénies générales par marqueurs (ITS-2 et RubisCO) incluant une sélection de séquences représentant le maximum de taxons séquencés à ce jour pour les deux marqueurs séparément (thèse et GenBank) - au moins une séquence par taxon et par pays quand les séquences sont disponibles (Annexe III, Fig. III.5-B & C);

(iii)

des phylogénies ciblées par marqueurs (ITS-2 et RubisCO) incluant certains clades des phylogénies générales par marqueurs, pour lesquelles toutes les séquences disponibles (thèse et GenBank, y compris les réplicats) ont été considérées (Annexe III, Fig. III.6III.9).

Tableau III.5. Nombre de séquences et de taxons correspondants publiés dans la GenBank pour le genre Sargassum et pour les trois marqueurs étudiés pendant la thèse. P: sous-genre Phyllotrichia, A: sous-genre Arthrophycus, B: sous-genre Bactrophycus, S: sous-genre Sargassum. Auteurs Stiger et al. (2000) Yoshida et al. (2000) Yoshida et al. (2004) Stiger et al. (2003) Rohfritsch et al. (in review) Cette étude Lee et Chen (unpub.) Oak et al. (unpub.) Sous-total Phillips et Fredericq (2000) Cheang et al. (2008) Draisma et al. (2001) Phillips et al. (2005) Rohfritsch et al. (in review) Cette étude Sous-total Miller et al. 2007a Mattio et al. (2008b) Mattio et al. (in press) Mattio et al. (accepted b) Mattio et Payri (accepted a) Sous-total Autres auteurs Total Contribution de la thèse

Marqueur ADN

Nb. de nouvelles séquences

Nb. de taxons correspondants

ITS-2 ITS-2 ITS-2 ITS-2 ITS-2 ITS-2 ITS-1 + ITS-2 ITS-1 + ITS-2 ITS-2 rbcLS rbcLS rbcL + rbcLS rbcL + rbcLS + rbcS rbcL + rbcLS + rbcS rbcL + rbcLS + rbcS RubisCo cox3 cox3 cox3 cox3 cox3 cox3 Autres marqueurs

18 6 1 39 2 116 9 18 209 34 3 2 10 2 74 125 1 14 33 11 26 85 44 463 274 (60%)

17 4 1 28 2 14 6 18 A:; B:26; S:37; P: 2 24 2 2 9 2 14 A:1; B:5; S:34 1 4 5 5 7 A:1; B:1; S:22; P:1 A:2; B:26; S:46; P:2 A:1; B:0; S:22; P:1

122

Chapitre III. Résultats Certaines séquences de l’opéron RubisCO publiées par Phillips et Fredericq (2000) et Phillips et al. (2005) ont montré des difficultés d’alignement et/ou des branches excessivement longues, elles ont été supprimées des alignements. D’autres séquences publiées par les mêmes auteurs ainsi que par Cheang et al. (2008) correspondent uniquement à la portion de l’espaceur de la RubisCo (rbcLS). Ces séquences courtes (~350 pb) n’ont été considérées que dans les phylogénies ciblées (iii) pour éviter de perdre en résolution dans les phylogénies générales. Afin d’estimer la robustesse des nœuds, les valeurs de bootstrap (BP) on été calculées et classées arbitrairement comme « mal soutenues » (BP ≤ 60%), « moyennement soutenues » (60 < BP < 80) ou « bien soutenues » (BP ≥ 80%).

A

99/99

0.01

sect. Sargassum

99/98 93/89 99/99

100/100

100/99

sect. Binderianae

99/95 100/99

subgen. SARGASSUM

sect. Polycystae

sect. Ilicifoliae

89/73

99/99

100/100

sect. Zygocarpicae

99/97

subgen. ARTHROPHYCUS

subgen. PHYLLOTRICHIA Turbinaria ornata

B

92/85

sect. Sargassum

-/-

0.005

87/88

80/63

-/-

sect. Zygocarpicae

68/-

60/72

sect. nov. ?

sect. Binderianae

82/74

96/96 89/88

93/87 84/74

subgen. SARGASSUM

sect. Polycystae sect. Ilicifoliae

subgen. BACTROPHYCUS/ ARTHROPHYCUS

64/69

subgen. PHYLLOTRICHIA

95/97

Turbinaria ornata

C

80/81

sect. Sargassum

72/76

0.005

95/89 90/88

97/96

sect. Zygocarpicae -/66

97/96 88/83

93/77 96/66

subgen. SARGASSUM

sect. Polycystae

sect. Binderianae subgen. BACTROPHYCUS

80/-/-

sect. Ilicifoliae

100/99



Groupe 1 Groupe 2 Groupe 3 Groupe 4 Groupe 5

Fig. III.5. Phylogénies générales concaténées et par marqueur. Analyses NJ condensées de: (A) 65 séquences concaténées (ITS-2 et RubisCO) de 1350 pb au total représentant 17 taxons; (B) 74 séquences ITS-2 de 612 pb représentant 51 taxons; et (C) 40 séquences RubisCO de 684 pb représentant 25 taxons. Des versions développées sont présentées en Annexe IV. Les valeurs de bootstrap ont été calculées pour 1000 réplicats avec les méthodes NJ et MP (NJ/MP, indiqué si > 60%). Racine: Turbinaria ornata.

123

Chapitre III. Résultats 1.2.1.

Phylogénie concaténée

Au total, 65 séquences concaténées (ITS-2 + RubisCO) de 1350 pb ont été analysées. Elles représentent 17 taxons appartenant aux cinq sections du sous-genre Sargassum, ainsi qu’un taxon du sous-genre Arthrophycus et un taxon du sous-genre Phyllotrichia. Les résultats montrent trois clades principaux bien soutenus (BP = 99%) correspondant aux sous-genres Sargassum, Arthrophycus et Phyllotrichia (Fig. III.5-A, Annexe IV.A). Au sein du groupe monophylétique correspondant au sousgenre Sargassum, cinq sous-clades bien ou moyennement soutenus (BP ≥ 73%) représentent les sections Sargassum, Zygocarpicae, Polycystae, Ilicifoliae et Binderianae. 1.2.2.

Phylogénies par marqueur

Pour le marqueur nucléaire ITS-2, une sélection de 74 séquences – dont 43 issues de la GenBank et 31 de la thèse - mesurant 612 pb (« gaps » inclus, alignement disponible en Annexe IV.B) et représentant 51 taxons différents, a été analysée (cf. Annexe III). Les séquences se regroupent en trois clades principaux, bien ou moyennent soutenus, correspondant aux quatre sous-genres Sargassum, Bactrophycus + Arthrophycus, et Phyllotrichia du genre Sargassum (Fig. III.5-B, Annexe IV.B). Le groupe monophylétique représentant le sous-genre Sargassum est divisé en six sous-clades correspondant aux cinq sections du sous-genre et une section indéterminée (« sect. nov. ? ») regroupant deux séquences issues de la GenBank correspondant à S. piluliferum (Turner) C. Agardh et S. yendoi Okamura et Yoshida du Japon. Pour le marqueur chloroplastique de l’opéron de la RubisCO, une sélection de 50 séquences – dont 15 issues de la GenBank et 35 de la thèse - mesurant 684 pb (« gaps » inclus) et représentant 25 taxons différents ont été alignées. Les séquences se regroupent en quatre clades principaux, bien soutenus, correspondant aux quatre sous-genres du genre Sargassum (Sargassum, Bactrophycus, Arthrophycus et Phyllotrichia) (Fig. III.5-C, Annexe IV.C). Le clade « sous-genre Sargassum » est sous-divisé en cinq sous-clades correspondant aux cinq sections du sous-genre; le sixième sous-clade (« sect. nov. ? ») mis en évidence dans l’analyse du marqueur ITS-2 n’apparaît plus car il n’existe pas de séquences du marqueur RubisCO pour S. piliferum et S. yendoi. Pour les deux marqueurs, les topologies obtenues sont similaires à celle obtenues pour la phylogénie générale concaténée (Fig. III.5) mais cependant moins bien soutenues. Pour chacun des marqueurs, cinq groupes de séquences ont été arbitrairement sélectionnés et désignés par des chiffres entre 1 et 5. A partir de chacun de ces groupes, des phylogénies ciblées ont été développées (groupes 1 à 5, Fig. III.5-B & C). Le groupe 1 réunit les séquences des sections Sargassum et Zygocarpicae (ITS-2 et RubisCO, Fig. III.5-B & C) ainsi que celles de la section indéterminée dans le cas de l’ITS-2. Le groupe 2 représente les séquences appartenant à la section Binderianae, le groupe 3 celles appartenant aux sections Polycystae et Ilicifoliae, le groupe 4 celles classées au sein des sous-genres Bactrophycus et Arthrophycus, enfin le groupe 5 celles classées dans le sous-genre Phyllotrichia (Fig. III.5-B & C).

124

Chapitre III. Résultats 1.2.3.

Phylogénies par groupes de séquences

(i) Le groupe 1 Pour la phylogénie ciblée du groupe 1, 54 séquences ITS-2 (dont 5 issues de la GenBank) de 490 pb (« gaps » inclus) et 48 séquences de l’espaceur de la RubisCO (dont 15 issues de la GB) de 233 pb ont été alignées et représentent respectivement 16 et 22 taxons (Fig. III.6 et III.7). Les séquences ITS-2 se regroupent en trois clades bien soutenus correspondant aux sections Sargassum et Zygocarpicae et à la section indéterminée (« sect. nov. ? »). Les séquences RubisCO se regroupent en deux clades mal et moyennement soutenus correspondant aux sections Sargassum et Zygocarpicae uniquement. (ii) Les groupes 2 et 3 Les taxons regroupés dans les clades correspondant aux groupes 2 et 3 (sections, Polycystae, Ilicifoliae et Binderianae) ont été traités aux chapitres III.1.1 (Figs. III.1-III.3) et III.2.2. (Figs. III.1-III.3) Les phylogénies ciblées pour ces groupes ne sont donc pas présentées ici. (iii) Le groupe 4 Pour la phylogénie ciblée du groupe 4, 31 séquences ITS-2 (dont 2 seulement issues de la thèse) de 475 pb (« gaps » inclus) et 6 séquences RubisCO (dont 2 issues de la thèse) de 684 pb ont été alignées et représentent respectivement 27 et 4 taxons (Fig. III.8 et III.9). Ces taxons sont traditionnellement classés dans les sous-genres Bactrophycus et Arthrophycus. Dans le cas de l’analyse de l’ITS-2, quatre clades bien soutenus ont été générés et correspondent aux sections Teretia, Hizikia, Spongocarpus et Halochloa/Repentia du sous-genre Bactrophycus. Les séquences disponibles pour S. sinclairii de Nouvelle-Zélande, seule représentante du sous-genre Arthrophycus dans l’analyse du marqueur ITS-2, se positionnent au sein du clade Halochloa/Repentia. Dans le cas de l’analyse de la RubisCO, deux clades, l’un bien soutenu, l’autre mal soutenu, représentent les sous-genres Bactrophycus (S. thunbergii et S. muticum) et Arthrophycus (S. fallax et S. sinclairii). (iv) Le groupe 5 Pour les deux marqueurs, le groupe 5 assemble les séquences d’un seul taxon appartenant au sousgenre Phyllotrichia (S. decurrens = S. boryi), aussi il n’était pas nécessaire de produire une phylogénie ciblée pour ce groupe. La phylogénie concaténée (ITS-2 + RubisCo) a permis d’analyser les séquences disponibles pour 17 taxons différents (Arthrophycus: 1, Sargassum: 15, Phyllotrichia: 1). Les phylogénies par marqueur (générales et ciblées) ont permis de considérer 64 taxons supplémentaires dont les séquences ne sont disponibles que pour l’un des deux marqueurs (ITS-2 ou RubisCO). Au total, 90% des séquences ITS-2 et 70% des séquences RubisCo disponibles sur la GenBank ont été analysées, elles correspondent à 71 des 76 taxons disponibles sur la GenBank. Cinq taxons n’ont pas été considérés dans cette étude en raison des difficultés d’alignement des séquences ou la longueur excessive des branches dans les arbres phylogénétiques. Il s’agit de séquences publiées par Phillips et al. (2005) pour S. sinicola

125

Chapitre III. Résultats Setchell et Gardner et S. lapazeum Setchell et Gardner du golfe du Mexique, et trois taxons nonidentifiés. Groupe 1 - ITS-2

UPF3973 S. pacificum PF (+1)

sect. Sargassum sect. nov.?

UPF2651 S. obtusifolium PF

sect. Zygocarpicae subgen. SARGASSUM

sect. Binderianae

UPF2754 S. pacificum PF (+21)

sect. Polycystae sect. Ilicifoliae

IRD3953 S. polyphyllum NC (+2)

subgen. BACTROPHYCUS/ ARTHROPHYCUS

IRD3958 S. howeanum NC


IRD3903 S. spinuligerum NC (+4) IRD1613 S. polyphyllum NC AB043616 S. alternato-pinnatum JP 99/82

sect. Sargassum

IRD3950 S. howeanum NC WELT-A28416 S. scabridum NZ (+3) IRD3965 S. spinuligerum var. NC EU169860 S. sp. Mart.

85/-

WELT-A28417 S. scabridum NZ IRD1537 S. obtusifolium HI 88

IRD1633 S. obtusifolium HI (+1)

AB043617 S. piluliferum JP 95/78

AB043667 S. yendoi JP

sect. nov. ?

IRD1604 S. turbinarioides NC IRD1516 S. carpophyllum NC (+2) sect. Zygocarpicae

87/97 99/98

AB043067 S. carpophyllum JP IRD1571 S. polycystum FJ

0.005

Fig. III.6. Phylogénie ciblée du groupe 1 (sous-genre Sargassum, sections Sargassum et Zygocarpicae) Analyse NJ basée sur l’alignement de 54 séquences ITS-2 de 490 pb représentant 16 taxons. Valeurs de bootstrap calculées pour 1000 réplicats avec les méthodes NJ et MP (NJ/MP, indiqué si > 60%). Racine: Sargassum polycystum. Les abréviations des localités sont développées dans le Tableau III.7. Les séquences identiques dont le nombre est indiqué entre parenthèses sont répertoriées dans le Tableau III.6. Tableau III.6. Liste des séquences identiques non reportées sur la Fig. III.6. Les abréviations des localités sont développées dans le Tableau III.7. Référence sur l’arbre IRD1516 S. carpophyllum NC IRD1633 S. obtusifolium HI UPF2754 S. pacificum PF

UPF3973 S. pacificum PF IRD3953 S. polyphyllum NC WELT-A28416 S. scabridum NZ IRD3903 S. spinuligerum NC

Références identiques non reportées sur l’arbre IRD1511, 1519 S. carpophyllum NC IRD1538 S. obtusifolium HI WELT-A28408-12 S. scabridum K UPF2662, 2675, 2661, 2621, 2636, 2676, 2656, 2633 S. obtusifolium PF UPF2783, 3972, 3984, 2778, 2763, 2767, 2743, AB043120 S. pacificum PF AB043119 S. pacificum PF IRD1611 S. polyphyllum NC IRD3962 S. howeanum NC IRD3972 S. spinuligerum NC IRD3963 S. spinuligerum var. NC IRD3961 S. spinuligerum var. NC IRD3978 S. spinuligerum f. NC IRD3968 S. polyphyllum NC IRD1566 S. polyphyllum NC IRD3955 S. howeanum NC

126


Tableau III.7. Liste des abréviations et des localités correspondantes utilisées pour désigner l’origine géographique des taxons. A: Australie, AS: Afrique du Sud, C: Chine, CA: Californie, FJ: Fidji, G: Guadeloupe, HI: Hawaii, JP: Japon, K: îles Kermadec, M: Malaisie, Mart: Martinique, NC: Nouvelle-Calédonie, NZ: Nouvelle-Zélande, Pan: Panama, PF: Polynésie française, S: îles Salomon, Sey: Seychelles, Sing: Singapore, T: Taiwan, TX: Texas, V: Vietnam, Va: Vanuatu.

Groupe 1-RubisCO

WELT-A28408 S. scabridum K (+5) sect. Sargassum

AY590502 S. vulgare Pan

sect. Zygocarpicae sect. Ilicifoliae

subgen. SARGASSUM

AF301228 S. hystrix Pan

sect. Polycystae sect. Binderianae

IRD3958 S. howeanum NC (+26)

subgen. BACTROPHYCUS subgen. ARTHROPHYCUS

AF301232 S. polyceratium G


AF244345 S. siliquosum M

Turbinaria ornata

-/-/-

sect. Sargassum

IRD3978 S. spinuligerum f. NC AF244340 S. piluliferum JP AF301227 S. acinarium TX (+3) AF244328 S. obtusifolium HI -/-

AF244339 S. palmeri CA IRD1516 S. carpophyllum NC

77/87

IRD1604 S. turbinariodes NC

sect. Zygocarpicae

IRD1526 S. decurrens NC 0.01

Fig. III.7. Phylogénie ciblée du groupe 1 (sous-genre Sargassum, sections Sargassum et Zygocarpicae) Analyse NJ basée sur l’alignement de 48 séquences RubisCO de 233 pb représentant 22 taxons. Valeurs de bootstrap calculées pour 1000 réplicats avec les méthodes NJ et MP (NJ/MP, indiqué si > 60%). Racine: Sargassum decurrens. Les abréviations des localités sont développées dans le Tableau III. 7. Les séquences identiques dont le nombre est indiqué entre parenthèses sont répertoriées dans le Tableau III.8. Tableau III.8. Liste des séquences identiques de la Fig. III.7. Les abréviations des localités sont répertoriées dans le Tableau III.7. Référence sur l’arbre AF301227 S. acinarium TX IRD3958 S. howeanum NC

WELT-A28408 S. scabridum K

Références identiques non reportées sur l’arbre AF301229 S. filipendula TX AF301231 S. fluitans TX EU169687 S. sp. Mart IRD3950, 3962 S. howeanum NC AF301234 S. natans (pélagique) TX UPF2651, 2661, 2662, 2675 S. obtusifolium PF UPF1537 S. obtusifolium HI UPF2754, 2783, 3972, 3973, 3974, 3975 S. pacificum PF AF301235 S. polyceratium Pan IRD1611, 1613 S. polyphyllum NC AY518391 S. polyphyllum HI AF244327 S. polyporum JP IRD3903, 3972, 3974, 3985 S. spinuligerum NC IRD3961, 3963, 3965 S. spinuligerum var. NC WELT-A28409-12 S. scabridum K WELT-A28416-17 S. scabridum NZ

127


Groupe 4 - ITS-2

AB038271 S. confusum JP (+1) sect. Sargassum

67/-

sect. nov.?

AB038274 S. pallidum JP

sect. Zygocarpicae sect. Binderianae

AB038270 S. boreale JP

subgen. SARGASSUM

sect. Polycystae

AB043502 S. myabei JP

89/77

sect. Ilicifoliae

AB043504 S. muticum JP

subgen. BACTROPHYCUS/ ARTHROPHYCUS subgen. PHYLLOTRICHIA

AB043571 S. fulvellum JP

82/-

Turbinaria ornata

sect. Teretia

100/98

79/-

AB043505 S. ammophyllum JP

AB043577 S. hemiphyllum JP -/-

AB043573 S. thunbergii JP AB043501 H. fusiformis JP 100/98

sect. Hizikia

AB043477 H. fusiformis JP 100/99

AB043108 S. filicinum JP sect. Spongocarpus AB043569 S. horneri JP

AB043565 S. ringoldianum JP

-/99/95

AB0436088 S. gigantefolium JP AB043561 S. yamadae JP WELT-A28414 S. sinclairii NZ*

sect. Halochloa/ Repentia

WELT-A28415 S. sinclairii NZ* AB043106 S. siliquastrum JP (+10) 77/-

AB043110 S. nigrifolium JP IRD1536 T. ornata NC

0.005

Fig. III.8. Phylogénie ciblée du groupe 4 (sous-genres Arthrophycus et Bactrophycus) - Analyse NJ basée sur l’alignement de 31 séquences ITS-2 de 475 pb représentant 27 taxons. Valeurs de bootstrap calculées pour 1000 réplicats avec les méthodes NJ et MP (NJ/MP, indiqué si > 60%). Racine: Turbinaria ornata. Les abréviations des localités sont développées dans le Tableau III.7. Les séquences identiques dont le nombre est indiqué entre parenthèses sont répertoriées dans le tableau III.9. *, S . sinclairii est traditionnellement classée dans le sousgenre Arthrophycus. Tableau III.9. Liste des séquences identiques de la Fig. III.8. Les abréviations des localités sont développées dans le Tableau III.7. Référence sur l’arbre AB043106 S. siliquastrum JP

AB038271 S. confusum JP

Références identiques non reportées sur l’arbre AB043575 S. autumnale JP AB043574 S. macrocarpum JP AB043610 S. micracanthum JP AB043609 S. micracanthum JP AB043578 S. okamurae JP AB043579 S. okamurae JP AB043612 S. serratifolium JP AB043568 S. trichophyllum JP AB043107 S. yamamotoi JP AB043611 S. yesoense JP AB038273 S. microceratium JP

128


Groupe 4 - RubisCO

sect. Sargassum sect. Zygocarpicae sect. Ilicifoliae

subgen. SARGASSUM

sect. Polycystae sect. Binderianae subgen. BACTROPHYCUS subgen. ARTHROPHYCUS subgen. PHYLLOTRICHIA Turbinaria ornata

AF292068 S. muticum C

100/99

AF244331 S. muticum CA

-/-

subgen. BACTROPHYCUS

AF244332 S. thunbergii JP WELT-A28414 S. sinclairii NZ 99/98 76/-

AF244333 S. fallax A


WELT-A28415 S. sinclairii NZ IRD1536 T. ornata NC

0.005

Fig. III.9. Phylogénie ciblée du groupe 4 (sous-genres Arthrophycus et Bactrophycus) - Analyse NJ basée sur l’alignement de 6 séquences de l’opéron RubisCO de 684 pb représentant 4 taxons. Valeurs de bootstrap calculées pour 1000 réplicats avec les méthodes NJ et MP (NJ/MP, indiqué si > 60%). Racine: Turbinaria ornata. Les abréviations des localités sont développées dans le Tableau III.7.

1.3.

Relations phylogénétiques avec d’autres membres des Sargassaceae

Dans ce paragraphe est présentée une phylogénie complémentaire de l’espaceur de la RubisCO incluant des représentants de chacun des sous-genres du genre Sargassum, ainsi que certains taxons (non Sargassum) classés dans les Sargassaceae. Cette phylogénie moléculaire a été générée afin d’analyser la position phylogénétique de Anthophycus longifolius (Turner) Kützing, endémique d’Afrique du Sud, et de Cystoseira trinodis (Forsskål) C. Agardh, à répartition géographique mondiale. Les séquences disponibles pour ces deux taxons ont été produites par ML. Suzini et F. Rousseau. Elles correspondent à 1250 pb de l’opéron RubisCo (rbcL + espaceur + rbcS partiel) pour A. longifolius et 313 pb pour C. trinodis (espaceur + rbcS partiel). Les deux échantillons proviennent d’Afrique du Sud. Un premier arbre phylogénétique basé sur l’alignement de 630 pb (« gaps » inclus) comprenant la séquence disponible pour A. longifolius ainsi qu’une sélection de taxons représentant chacun des sous-genres du genre Sargassum est donné en Annexe IV.D. Afin de considérer également la séquence disponible pour C. trinodis, une phylogénie basée sur l’alignement des séquences précédentes mais pour une portion de 200 pb seulement (« gaps » inclus) correspondant à l’espaceur et une portion du rbcS, a été générée (Fig. III.10). La topologie obtenue et les valeurs de bootstrap sont similaires au premier arbre phylogénétique généré sur la base d’un alignement plus long (630 pb). Les séquences correspondant aux sous-genres Sargassum, Arthrophycus, Bactrophycus et Phyllotrichia forment des groupes monophylétiques bien ou mal soutenus. Les séquences d’A. longifolius et de C. trinodis s’intercalent entre les clades Bactrophycus et Phyllotrichia, et Sargassum et Arthrophycus respectivement.

129


IRD1569 S. ilicifolium NC

93/91

IRD1571 S. polycystum FJ

90/88

AF244328 S. obtusifolium HI

87/86 -/-/-

IRD1511 S. carpophyllum NC

IRD1582 S. aquifolium FJ FR-95 Cystoseira trinodis AS

-/-

AF244333 S. fallax A 78/75

-/-

subgen. nov.?

WELT-A28414 S. sinclairii NZ

-/64

75/61

subgen. SARGASSUM


AF244331 S. muticum CA AF292068 S. muticum C AF244332 S. thunbergii JP

-/-/-

EF079079 S. hemiphyllum JP

FR-74 Anthophycus longifolius AS IRD1526 S. decurrens NC

subgen. BACTROPHYCUS

subegn. ANTHOPHYCUS?


IRD1536 T. ornata NC

0.005

Fig. III.10. Relations phylogénétiques du genre Sargassum avec d’autres taxons des Sargassaceae. Analyse NJ basée sur l’alignement de 15 séquences de 200 de l’espaceur de la RubisCO. Valeurs de bootstrap calculées pour 1000 réplicats avec les méthodes NJ et MP (NJ/MP, indiqué si > 60%). Racine: Turbinaria ornata. Les abréviations des localités sont développées dans le tableau III.7.

130

Chapitre III. Résultats 2.

Le sous-genre Sargassum dans le Pacifique 2.1.

Révision de la diversité spécifique et distribution dans les îles du Pacifique Est.

Les travaux présentés dans ce chapitre sont publiés dans la revue Journal of Phycology: Mattio L., Payri CE. & Stiger-Pouvreau V. 2008b. Taxonomic revision of Sargassum (Fucales, Phaeophyceae) from French Polynesia based on morphological and molecular analyses. J. Phycol. 44:1541-1555. 2.1.1.

Résumé en français

Une réévaluation du genre Sargassum en Polynésie française a été menée grâce à une analyse critique de la littérature, de spécimens types et de spécimens provenant de localités types. De nouveaux spécimens de Sargassum ont été collectés et quatre morphotypes ont été identifiés sur la base de caractères morphologiques. Des analyses ADN des régions nucléaire ITS-2, chloroplastique RubisCO et mitochondriale cox3 ont permis de reconstruire des arbres phylogénétiques montrant deux clades et d’appuyer l’hypothèse d’une divergence récente entre plusieurs espèces appartenant à la section Malacocarpicae. Plus de 18 épithètes de Sargassum ont été attribuées à la Polynésie française depuis 1828, néanmoins seulement trois espèces sont considérées comme courantes dans cette étude. La plupart des 18 taxons ont été réduits en synonymie de S. pacificum, la seule espèce présente dans l’archipel de la Société, alors que S. obtusifolium est restreinte à l’archipel des Australes et S. echinocarpum est confirmée pour les archipels des Australes et des Gambier. Une clef d’identification morphologique est proposée, ainsi que des descriptions détaillées et des illustrations de la polymorphie de chacune des trois espèces. Par ailleurs, l’étude de plusieurs collections régionales a souligné la similarité et la faible diversité des flores de Sargassum du sud-est Pacifique. A la lumière des résultats présentés, nous proposons de considérer S. bacciferum J. Agardh var. latiuscula Grunow, S. bisserula f. pacifica Grunow, S. boraborense (Grunow) Setchell, S. mangarevense (Grunow) Setchell, S. sociale (Grunow) Setchell et S. tahitense Grunow comme synonymes hétérotopiques de S. pacificum Bory de Saint-Vincent. De la même manière, S. skottsbergii Sjöstedt, S. hawaiiensis Doty et Newhouse, S. divaricatum var. chilensis Grunow, S. obtusifolium J. Agardh f. chamberlainii Grunow et S. obtusifolium J. Agardh f. lendigeroides Grunow sont réduits en synonymie de S. obtusifolium J. Agardh. Note. Ce travail représente le deuxième article soumis pour publication au cours de la thèse. Par conséquent il ne tient pas compte de toutes les révisions taxonomiques proposées dans les autres articles soumis pour publication a posteriori. Ainsi depuis la soumission et la publication de ce manuscrit de nouvelles synonymies et des révisions de la classification ont été proposées aux chapitres III.1.1. (Mattio et al. accepté b) et III.2.2. (Mattio et al. sous-presse). Ces révisions sont indiquées dans

131

Chapitre III. Résultats le manuscrit qui suit sous forme d’une note de bas de page à la première apparition des épithètes concernées. 2.1.2.

Taxonomic revision of Sargassum (Fucales, Phaeophyceae) from French

Polynesia based on morphological and molecular analyses. ABSTRACT An assessment of Sargassum in French Polynesia was done through the critical revision of the literature, type specimens and specimens from type localities. Sargassum samples were newly collected and four morphotypes were identified on the basis of morphological characters. Molecular analysis of the nuclear ITS-2, chloroplastic partial rbcLS and mitochondrial cox3 markers generated two clades and confirmed the recent divergence suspected between closely related species. Although 18 different epithets have been attributed to French Polynesian Sargassum since 1828, only three species are considered current in this study. Most of these species were transferred to S. pacificum, the only species present in the Society Archipelago, while S. obtusifolium was restricted to the Austral Archipelago and S. echinocarpum 4 was confirmed for the Austral and Gambier Archipelagos. A morphological identification key is provided, along with descriptions and illustrations for each polymorphic species. Moreover, the study of several regional collections underlined similar and low specific diversity among Sargassum populations in the south-eastern Pacific. As a result of this study, we propose that S. bacciferum J. Agardh var. latiuscula Grunow, S. bisserula f. pacifica Grunow, S. boraborense (Grunow) Setchell, S. mangarevense (Grunow) Setchell, S. sociale (Grunow) Setchell and S. tahitense Grunow be considered as heterotypic synonyms of S. pacificum Bory de SaintVincent. Sargassum skottsbergii Sjöstedt, S. hawaiiensis Doty and Newhouse, S. divaricatum var. chilensis Grunow, S. obtusifolium J. Agardh f. chamberlainii Grunow and S. obtusifolium J. Agardh f. lendigeroides Grunow are further regarded as heterotypic synonyms of S. obtusifolium J. Agardh. Key Words: biogeography; cox3; French Polynesia; ITS-2; molecular phylogeny; rbcLS; Sargassum; taxonomic revision. Abbreviations: cox3, cytochrome oxydase unit 3; BI, Bayesian Inference; ITS-2, internal transcribed spacer 2; ML, Maximum Likelihood; MP, maximum parsimony; NJ, neighbour joining; rbcLS, RubisCO operon.

4

S. echinocarpum J. Ag. = S. aquifolium (Turn.) C. Ag. (cf. chapitre III.2.2.)

132

Chapitre III. Résultats INTRODUCTION Sargassum C. Agardh (1820) is the most species rich genus within the Sargassaceae, accounting for almost 80% of all recorded taxa. It is distributed worldwide, is especially abundant in tropical and subtropical regions and exhibits a species richness gradient from the western Pacific toward the east (Okamura 1932, Yoshida 1989, Phillips 1995). With about 400 current species among the 839 species, varieties and forms recorded by Guiry and Guiry (2007), Sargassum is taxonomically complex. It was divided into five subgenera by J. Agardh (1848, 1889), Arthrophycus J. Agardh, Bactrophycus J. Agardh, Phyllotrichia (Areschoug) J. Agardh, Sargassum and Schizophycus J. Agardh, which are further divided in sections or subsections. Apart from the subsuming of Schizophycus into Phyllotrichia (Womersley 1954) and later into the subgenus Sargassum (Yoshida et al. 2004), this classification system has been little modified since J. Agardh’s work (Abbott et al. 1988, Tseng and Lu 1992a, b, 1995a, b, c, 1997a, b). However, recent molecular studies have highlighted ambiguities with the species concept in Sargassum (Stiger et al. 2000, 2003, Phillips et al. 2005). Specific identification of many Sargassum taxa is problematic because morphological characters often exhibit significant intra-specific phenotypic variation depending on habitat, seasonal or even population level differences (De Wreede 1976, Magruder 1988, Kilar et al. 1992, Engelen et al. 2005). In addition, Sargassum type specimens often poorly reflect intraspecific polymorphism found in nature, because they were mostly described from incomplete material often collected in drift (pers. obs). These specimens are sometimes ecotypes of the same taxon to which several different epithets were applied; subsequently, numerous species names have been transferred to synonymy (Silva et al. 1996). The need for a taxonomic revision of Sargassum is obvious (Yoshida 1983, Magruder 1988, Silva et al. 1996), particularly one using new data including combined traditional morphological and ecological approaches with DNA sequence information (Phillips and Fredericq 2000, Stiger et al. 2003, Phillips et al. 2005). In French Polynesia, Sargassum is the largest most conspicuous alga inhabiting reefs and lagoons surrounding the high volcanic islands of the Society, Austral and Gambier Archipelagos. The first recorded species was S. pacificum Bory de Saint-Vincent collected during the “Voyage autour du monde sur la Coquille (1822-1829)” (Bory de Saint-Vincent 1828). Later, four other species belonging to the subgenus Sargassum section Malacocarpicae 5 were described or reported by Montagne (1845), Grunow (1915, 1916a, b) and Setchell (1926) who published the most comprehensive Sargassum species list including nine taxa. Since then French Polynesian species have not yet been re-evaluated, and current checklists record 18 different Sargassum epithets (Payri 1987, Noro and Abbott 1994, Payri and N’Yeurt 1997, N’Yeurt and Payri 2006). In their recent work on Polynesian Phaeophyceae N’Yeurt and Payri (2006) suggested a significant reduction in Sargassum species over reported

5

sect. Malacocarpicae (J. Ag.) Abbott et al. = sect. Sargassum (cf. chapitre III.1.1.)

133

Chapitre III. Résultats records. In her review, Phillips (1995) considered the species recorded by Setchell from French Polynesia as restricted to this area. Similarly, most of the Easter Island and Hawaiian species appear to be endemic (Santelices and Abbott 1987, Phillips 1995, Abbott and Huisman 2004). In general trend, Sargassum records for French Polynesia’s neighbouring regions are old, incomplete or do not exist, and do not allow for easy interpretation of the geographical species distribution in the area. Our first goal was to delineate morphological boundaries and re-evaluate the diversity of Sargassum species in French Polynesia. Our second goal was to estimate their distributional range in the tropical Pacific. To address these issues, recently collected French Polynesian specimens were sorted into different morphotypes and discrete and continuously varying features were characterised. Markers from each of the three cellular compartments (nuclear ITS-2, chloroplastic partial rbcLS and mitochondrial cox3) were chosen to help delimit morphotype and resolve morphological ambiguities. In the light of these new data, collections from French Polynesia were re-assessed and type specimens examined to revise the current taxonomy. Additional specimens from various localities in the centraleastern part of the Pacific were morphologically studied and revised to delimit the geographical distribution of French Polynesian species in the Pacific.

Fig. III.11. Map of French Polynesia, with sampling locations indicated by island names (modified from N’Yeurt and Payri 2006).

134

Chapitre III. Résultats MATERIAL AND METHODS

Field survey and sample collection Sargassum specimens from French Polynesia were mainly collected from the Austral (sub-tropical) and Society (tropical) Archipelagos in 2002 and 2003 (Fig. III.11). Saxicolous samples were collected by snorkelling or SCUBA from various habitats. In the Society Archipelago, Sargassum populations are found only around high islands and inhabit shallow waters to 1 m deep in the lagoon, in sheltered areas of the fringing reef, on coral heads of the barrier reef, or form dense belts on the rim margin in exposed areas of the reef flat. In the Austral Archipelago, Sargassum spp. colonise the lagoon and reefs of Raivavae Island or forms dense beds to 20 m deep on the exposed reef shelves of Rapa and Rurutu Islands. In the Gambier Archipelago Sargassum spp. grow on coastal or fringing reef flats of Mangareva Island. A total of 118 specimens were collected, air-dried and pressed as herbarium vouchers for morphological analysis and added to 71 other Sargassum specimens previously deposited in the herbarium of the Université de la Polynésie française in Tahiti (UPF). For DNA analyses, three samples of receptacles, if any, or apical tips were preserved in silica gel (Chase and Hills 1991) for each morphotype from several localities (Table III.10).

Morphological analyses Identification of Sargassum species is based on the morphological analyses of holdfast, axis, leaves, vesicles and receptacles (Yoshida 1983). Based on these characters, 142 of the specimens deposited in the UPF collection were sorted into morphotypes (morphological groups). In addition, morphometric analyses within the Malacocarpicae were conducted on a set of 30 specimens per morphotype. As far as possible, 10 measures of leaves (length * width), vesicles (diameter) or receptacles (length) per specimen were taken in mm on rehydrated material (15 min in seawater). Mean size variations among morphotypes were evaluated using a one-way ANOVA statistical test followed by a Fisher LSD posthoc test (Statistica, Statsoft Inc., Maisons-Alfort, France). Reproductive features were identified for all morphotypes on transversally sectioned receptacles using a freezing microtome and a light microscope (Olympus BH2, Olympus Optical co., Tokyo, Japan). Regional literature (Bory de Saint-Vincent 1828, Montagne 1845, Grunow 1915, 1916a, b, Setchell 1926, Payri 1987, Magruder 1988, Noro and Abbott 1994, Payri and N’Yeurt 1997, N’Yeurt and Payri 2006) and diagnoses of various species for the genus (C. Agardh 1820, 1824, J. Agardh 1848, 1889, Grunow 1868, 1874) were used for species identification. Type specimens and specimens collected from the type localities or cited as voucher in the literature were systematically studied by the first author and compared to UPF vouchers to confirm species names and revise previous records. Numerous collections were examined from loans or visits to various herbaria: Grunow’s collection from W (Vienna, Austria); C. and J. Agardh’s collection from LD (Lund, Sweden); Bory de SaintVincent, Montagne and Setchell’s collections from PC (Paris, France); the entire Sargassum

135

Chapitre III. Résultats collection, especially Setchell’s specimens, from C (Copenhagen, Denmark) and SUVA-A (Suva, Fiji); several Hawaiian specimens from BISH (Honolulu, Hawaii); specimens of Brown, Setchell and Turner’s collections from BM (London, England); specimens from UC (Berkeley, California), FH (Harvard, Massachusetts), GB (Göteberg, Sweden), SGO (Santiago, Chile) and NSW (Sydney, Australia). Herbarium abbreviations follow Holmgren and Holmgren (1998). In addition, several specimens collected from Hawaii by T. Sauvage were included in this study. Each specimen of interest was photographed or scanned (when permitted), and precise morphological observations were made. Table III.10. Taxa included in molecular analyses with herbarium references, collection sites, dates, collectors and GenBank accession numbers. Taxon(a) SMB1 SMB2 SMB3 SMB4 SMB5 SMB6 SMB7 SMB8 SML1 SML2 SML3 SMRP1 SMRP2 SMRP3 SMRP4 SMRP5 SMRP6 SMRP7 SMRP8 SMRP9 SAR S. carpophyllum S. carpophyllum S. carpophyllum S. decurrens S. echinocarpum S. echinocarpum S. echinocarpum S. echinocarpum S. obtusifolium T. ornata T. ornata

Reference UPF 2754 UPF 2763 UPF 2767 UPF 2743 UPF 2778 UPF 2783 UPF 3972 UPF 3978 UPF 3973 UPF 3974 UPF 3975 UPF 2621 UPF 2633 UPF 2636 UPF 2651 UPF 2656 UPF 2661 UPF 2662 UPF 2675 UPF 2676 UPF 3976 IRD 1511 IRD 1516 IRD 1519 IRD 1526 Sh01466(c) IRD 1531 IRD 1532 IRD 1530 IRD 1537 UPF 3977 IRD 1536

Collection site Bora Bora, Society Bora Bora, Society Bora Bora, Society Raiatea, Society Raiatea, Society Raiatea, Society Raiatea, Society Raiatea, Society Tahiti, Society Tahiti, Society Tahiti, Society Rapa, Australs Rapa, Australs Rapa, Australs Rapa, Australs Rapa, Australs Rapa, Australs Rapa, Australs Rapa, Australs Rapa, Australs Raivavae, Australs New Caledonia New Caledonia New Caledonia New Caledonia Oahu, Hawaii New Caledonia New Caledonia Solomon Islands Maui, Hawaii Raivavae, Australs New Caledonia

Coll. date Collector(b) Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Mar-2003 CP & VS Nov-2002 CP Nov-2002 CP Nov-2002 CP Nov-2002 CP Nov-2002 CP Nov-2002 CP Nov-2002 CP Nov-2002 CP Nov-2002 CP Dec-2005 SA Jul-2005 LM Jul-2005 LM Oct-2005 LM Apr-2004 LM Jan-2006 TS Dec-2005 LM Apr-2006 CB Jul-2004 CP Mar-2006 AR Dec-2005 SA Oct-2005 LM

ITS-2 EU100783 EU100780 EU100781 EU100782 EU100779 EU100774 EU100784 EU100778 EU100776 EU100777 EU100775 EU100789 EU100793 EU100790 EU100785 EU100792 EU100788 EU100787 EU100786 EU100791 EU100795 EU100797 EU100799 EU100798 EU100773 EU100796 EU100800 EU100801 EU100794 EU100771 EU100772

partial rbcLS EU100812 EU100811 EU100813 EU100810 EU100814 EU100817 EU100819 EU100818 EU100816 EU100815 EU100809 EU100804 EU100806 EU100805 EU100803 EU100821 EU100808 EU100807 EU100820 EU100802

cox3 EU100824 EU100823 EU100828 EU100826 EU100825 EU100827 EU100830 EU100829 EU100832 EU100831 EU100833 EU100822 EU100835 EU100834 -

(a)

SMB: Sargassum Malacocarpicae Barrier, SML: Sargassum Malacocarpicae Lagoon, SMRP: Sargassum Malacocarpicae Rapa, SAR: Sargassum Acanthocarpicae Raivavae; (b), AR: A. Rivera, CB: C. Berthault, CP: C. Payri, LM: L. Mattio, SA: S. Andréfouët, TS: T. Sauvage, VS: V. Stiger-Pouvreau; (c), Sherwood personal herbarium accession number, Hawaii.

DNA extraction, PCR amplification and sequencing Currently available GenBank sequences for Sargassum are limited to the nuclear ITS-2 region (Yoshida et al. 2000, Stiger et al. 2000, 2003) and portions of the chloroplastic rbcLS operon region (Phillips and Fredericq 2000, Phillips et al. 2005). Recent molecular analyses of chloroplastic tufA, psaA and mitochondrial cox3 markers have been successfully tested to resolve interspecific taxonomic

136

Chapitre III. Résultats ambiguities for a large diversity of brown algal groups (Megumi et al. 1999, Cho et al. 2004, Kogame et al. 2005, Rohfritsch et al. 2007, Uwai et al. 2007) underlining their potential usefulness for the genus Sargassum. A preliminary study on chloroplastic psaA and tufA markers using primers from Yoon et al. (2002) and Rohfritsch et al. (2007) respectively, showed no sequence variability among sections. We decided subsequently to use ITS-2, partial rbcLS and cox3 markers in this study (Table III.11). Table III.11. Primers used to isolate molecular markers with annealing temperature (AT) and bibliographic source. Markers ITS-2

AT 55

cox3 42 (Mitochondrial) partial rbcLS 44 (Chloroplastic) (a) (b)

Primers 5.8S-BF 25BR-2 CAF4A CAR4A 3F S97R

Primer sequences (a) 5'-CGATGAAGAACGCAGCGAAATGCGAT-3' 5'-TCCTCCGCTTAGTATATGCTTAA-3' 5'-ATGTTTACTTGGTGRAGRGA-3' 5'-CCCCACCARTAWATNGTNAG-3' 5’-CATCGTGCTGGTAACTCTAC-3’ 5’-CATCTGTCCATTCWACACTAAC-3’

Source Yoshida et al. 2000 (Nuclear) Kogame et al. 2005 Phillips 1998 Peters and Ramirez 2001(b)

W= A or T, R= A or G, Y= C or T, N= A, T, C or G. Modified by J. Buchanan

Silica gel-dried material was crushed in liquid nitrogen and total DNA was extracted using the DNeasy Plant mini Kit (Qiagen GmbH., Hilden, Germany) according to the manufacturer’s instructions. All extracts were purified using the Geneclean kit III (Qbiogen Inc., Carlsbad, CA, USA) prior to PCR amplification. The nuclear ITS-2, mitochondrial cox3 and chloroplastic partial rbcLS operon were amplified using primers listed in Table III.11. The 50μL PCR reaction mix contained 0.2 µM forward and reverse primers, 0.25 µM each dNTPs, 0.75 mM of MgCl2, 5 µL reaction buffer, 2.5 µL of dimethylsulfoxide (DMSO), 1 µL of purified template DNA, 0.2 units of Taq DNA polymerase (Promega Corp., Madison, WI, USA), and ultrapure water. The reaction profile included an initial step of denaturation of 1 min at 94°C followed by 40 cycles of denaturation at 94°C for 40 s, primer annealing (Table III.11) for 30 s, extension at 72°C for 45 s and a final extension step at 72°C for 7 min. PCR was performed in a PTC-100 PCR machine (MJ Research Inc., Waltham, MA, USA). All PCR products were purified (Geneclean kit III, Qbiogen) and sequenced in both directions with PCR primers by Macrogen (Macrogen Inc., Seoul, Korea) using the BigDye TM terminator method.

Sequences alignment and phylogenetic analyses ITS-2 sequences were aligned using the BioEdit sequence alignment editor (Hall 1999) following Stiger et al. (2003) alignment based on sequences secondary structure. Partial rbcLS and cox3 sequences were aligned by eye with no ambiguity. Identity matrices were calculated for each marker and concatenated ITS-2+partial rbcLS+cox3 sequences. Neighbour Joining (NJ), Maximum Parsimony (MP) and Maximum Likelihood (ML) methods were applied to sequence alignment. NJ and MP analyses were carried out using MEGA3 software (Kumar et al. 2004) and ML analyses were

137

Chapitre III. Résultats performed with PHYML software (Guindon and Gascuel 2003). Support for nodes was assessed by bootstrap proportion values (Felsenstein 1985) for 1000 replicates. ITS-2 and partial rbcLS trees, including a selection of available GenBank sequences, were rooted with Turbinaria ornata (Turner) J. Agardh (Sargassaceae) sequences as suggested by Stiger et al. (2003) and Phillips et al. (2005). Sargassum decurrens (R. Brown ex Turner) C. Agardh (Sargassum subgenus Phyllotrichia) sequences were used as the outgroup in analyses of the concatenated sequence alignment. All specimens included in our DNA analyses are listed in Table III.10 with their herbarium reference, collection site, date, collector name and GenBank accession numbers. Twenty one specimens from French Polynesia were considered for ITS-2 analyses; while 11 of them, including representatives of the different morphotypes, were selected for rbcLS and cox3 analyses (Table III.10). In addition, representatives of Sargassum echinocarpum J. Agardh and S. obtusifolium J. Agardh from Hawaii (type locality), and several other species of sections Acanthocarpicae 6, Malacocarpicae, and Zygocarpicae, as well as subgenera Bactrophycus and Phylloitrchia from various localities were included in the analyses. RESULTS

Analysis of previous records and collections Analysis of available literature and study of 15 Sargassum herbarium specimens provided a list of 14 taxa among the 18 different epithets previously recorded for French Polynesia. Only taxa belonging to the subgenus Sargassum were recorded, including 11 from the section Malacocarpicae, from the section Acanthocarpicae and one from the section Zygocarpicae. Taxa are listed in Table III.12 with currently accepted synonymies, bibliographic source, related herbarium references, and status. Analysis of French Polynesian Sargassum led us to study various herbarium collections from neighbouring regions. A total of 80 specimens collected from the Cook Islands, Pitcairn Island, Easter Island, the coasts of Chile and Peru and Hawaii, over 180 years (1825-2005), were studied, and are listed and revised in Table III.13. Moreover, 15 type specimens from various localities in the Pacific were examined (Tables III.12 and III.13). Diagnoses and morphological observations on herbarium material for all taxa are discussed later in this paper.

Morphological analyses on recent collections Based on the major distinctive morphological characters given in Table III.14, four morphotypes were considered among the 142 UPF specimens studied. From the Society Archipelago, two similar morphotypes belonging to the subgenus Sargassum section Malacocarpicae were distinguished based on different leaf morphologies. The leaves of SMB (Sargassum Malacocarpicae Barrier) (mainly

6

sect. Acanthocarpicae (J. Ag.) Abbott et al. = sect. Sargassum (cf. chapitre III.1.1.)

138

139

(c)

Synonym S. chamissonis Kütz.(c) none Carpacanthus bisserula (J. Ag.) Mart. S. pacificum Bory S. obtusifolium var. boraborensis Grun. S. tahitense Grun.(c) S. rigidulum Kütz. S. rigidulum Kütz. none none none none none none S. vulgare var. mangarevensis Grun. S. vulgare var. mangarevensis Grun. none none S. boraborense (Grun.) Setch.(c) S. bisserula f. pacifica (Bory) Grun.(c) S. bisserula f. pacifica (Bory) Grun.(c) S. vulgare var. socialis Grun. S. vulgare var. socialis Grun. S. acutifolium Grev. F. swartzii Turn. S. mangarevense (Grun.) Setch.(c) S. sociale (Grun.) Setch.(c) S. cheirifolium var. tahitensis Grun. S. cheirifolium var. tahitensis Grun.

Source Grunow 1916a p. 36 Grunow 1916a p. 36 J. Agardh 1848 p. 318 Grunow 1915 p. 416 Setchell 1926 p. 94 Grunow 1874 p. 28 Montagne 1845 p. 69 C. Agardh 1820 p. 20 Bory 1828 p. 129 Bory 1828 p. 129 N’Yeurt and Payri 2006 J. Agardh 1848 p. 327 Bory 1828 p. 125 C. Agardh 1820 p. 31 Setchell 1926 p. 96 N’Yeurt and Payri 2006 Grunow 1868 p. 57 J. Agardh 1848 p. 339 Grunow 1916a p. 30 Bory 1828 p. 123 Bory 1828 p. 123 Setchell 1926 p. 95 N’Yeurt and Payri 2006 Bory 1828 p. 126 C. Agardh 1820 p. 11 Grunow 1916a p. 44 Grunow 1916a p. 44 Grunow 1916b p. 177 Setchell 1926 p. 97

current names according to Silva et al. (1996) and Guiry and Guiry (2007); FP: French Polynesia.

Taxon S. bacciferum f. chamissonis (Kütz.) C. Ag. S. bacciferum f. latiuscula Grun. S. bisserula J. Ag. S. bisserula f. pacifica (Bory) Grun.(c) S. boraborense (Grun.) Setch.(c) S. cheirifolium var. tahitensis Grun. S. cymosum C. Ag.(c) S. cymosum C. Ag.(c) S. droserifolium Bory S. droserifolium Bory S. cf. echinocarpum J. Ag. S. echinocarpum J. Ag.(c) S. granuliferum C. Ag. S. granuliferum C. Ag. S. mangarevense (Grun.) Setch.(c) S. mangarevense (Grun.) Setch.(c) S. obtusifolium J. Ag.(c) S. obtusifolium J. Ag.(c) S. obtusifolium var. boraborensis Grun. S. pacificum Bory S. pacificum Bory S. sociale (Grun.) Setch.(c) S. sociale (Grun.) Setch.(c) S. swartzii C. Ag. (c) S. swartzii C. Ag. (c) S. vulgare var. mangarevensis Grun. S. vulgare var. socialis Grun. S. tahitense Grun.(c) S. tahitense Grun.(c)

Herbarium Reference not found not found not found not found PC AB14314 W 737 PC AB14405, 14428 LD 2979,2990 not found PC TA8303 UPF 741-743 LD 2392, 2389 not found LD 3156 PC AB14840 UPF 2563 not found LD 2810, 2811 W 2503 PCAB14917 not found PC AB15089, 15090 UPF 2679 PC TA8578 LD 2378 not found not found W 737 PC AB15148

Status voucher type type syntypes voucher holotype voucher syntypes syntype holotype voucher syntypes voucher holotype voucher voucher voucher isolectotypes holotype syntype syntype voucher voucher voucher Lectotype type type voucher voucher

Geographic origin Tahiti, FP Tahiti, FP Indonesia Tahiti & Port Praslin Tahiti, FP Tahiti, FP Mangareva, FP Brazil Tahiti, FP New Ireland, PNG Rurutu, FP Oahu, Hawaii Tahiti, FP Indian Ocean Tahiti, FP Bora Bora, FP Tahiti, FP Hawaii Bora Bora, Tahiti, FP Chile Tahiti & Port Praslin Tahiti, FP Tahiti, FP Tahiti, FP India Mangareva, FP Tahiti, FP Tahiti, FP Tahiti, FP

Table III.12. Taxa previously recorded from French Polynesia with bibliographic sources and herbarium references. Authorities are abbreviated for convenience.


Locality Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Cook Is., Rarotonga Pitcairn Is. Pitcairn Is. Pitcairn Is. Pitcairn Is. Pitcairn Is. Easter Is., Chile Easter Is., Chile. Easter Is., Chile. Easter Is., Chile Easter Is., Chile Easter Is., Chile. Easter Is., Chile Easter Is., Chile Easter Is., Chile. Easter Is., Chile Chile, Conception Chile, Conception Chile, Conception Peru, Lobos de afuera Peru, Bay of Ferrol Hawaii, Oahu Hawaii, Neker Is. Hawaii, Oahu Hawaii, Neker Is. Hawaii, Oahu Hawaii, Maui

Coll. Dickie Dickie N'Yeurt Passfield N'Yeurt Passfield Parks Parks Parks Passfield N'Yeurt N'Yeurt N'Yeurt Randall Taylor Womersley Womersley Starmer Skottsberg McKnown Pang Santelices Fuentes Torres-Mura Stehberg Agassiz Agassiz Randall D'Urville D'Urville D'Urville Coker exp. Coker exp. Matsui Moffitt Hb. Binder Cromwell exp. Kurihara Sauvage

Date 1884? 1884? 1999 1999 1999 1999 1929 1929 1929 1999 1999 1999 1999 1970 1978 1948 1948 1997 1917 1978 1998 1981 1911 2005 2005 1904 1904 1969 1825 1825 1825 1907 1907 1966 2001