Various rodent models for inducing Hepatotoxicity and ... - JPR Solutions

1 downloads 0 Views 485KB Size Report
aDepartment of Pharmacology, Faculty of Pharmacy, Jamia Hamdard-110062, New Delhi, India. bShri Gopichand College of Pharmacy, Baghpat, U.P ,India.
Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47

Available online through http://jprsolutions.info

Review Article ISSN: 0974-6943

Various rodent models for inducing Hepatotoxicity and evaluating Hepatoprotective drugs a

Ashif Iqubal a, Mohammad Kashif Iqubal b and Syed Ehtaishamul Haque a* Department of Pharmacology, Faculty of Pharmacy, Jamia Hamdard-110062, New Delhi, India. b Shri Gopichand College of Pharmacy, Baghpat, U.P ,India. Received on:16-09-2016; Revised on: 09-10-2016; Accepted on: 07-01-2017

ABSTRACT Liver is the principal organ for maintaining the body’s internal environment. There is no substitute for the liver function. Its major influence is on the flow of nutrients and control of carbohydrate, protein and fats metabolism. Liver undergo various kinds of stress and hepatocytes get damaged in presence of toxins resulting into acute liver disease. Acute liver disease when remain undiagnosed progresses into chronic liver disease (CLDs) and become life threatening. Autoimmune disorders, viral infection, metabolic disorder and alcohol abuse are some common driving factors for CLDs. Advanced stage of CLDs can’t be managed & only option left is organ transplantation. Therefore it is very important to understand the molecular mechanism of hepatic damage. Rodents are routinely being used by researchers for preclinical studies but they possess distinct immune system and have different metabolic rates for hepatic homeostasis. Nevertheless, traditional as well as newer animal models (genetically modified models) mimic certain attributes of CLDs. Thus in this review we have discussed traditional animal models as well as recent advances in animal models. KEYWORDS:Autoimmune hepatitis, primary biliary cirrhosis, primary sclerosing cholangitis, Lieber- De- Carli model, NAFLDs, animal models. INTRODUCTION: Liver fibrosis, more often called liver cirrhosis is regarded as a final pathway of chronic liver disease as fibrosis and cirrhosis progress into hepatocellular carcinoma [1]. The rats were first used to investigate the cellular and molecular mechanism of fibrosis but later on mice were used, as mice model respond better to the stimulus of fibrosis. CCL4,  dimethylnitrosamine  (DMN)  and  thioacetamide  (TAA)  is common noninvasive (chemical) models whereas bile duct ligation (BDL) and portal vein ligation (PVL) are the invasive animal models used for fibrosis [1]. Genetically engineered mice (GEM) have emerged as  a  powerful biological tool for  analysis of gene  function.  GEM technology has helped the researchers to insert an exogenous gene or delete endogenous genes[2].  Since last decade combination of the genetic model with pro-fibrotic chemicals such as CCL4, TAA & DEN are  commonly  used  in  the  laboratory[2].  Various  animal  models available for studying liver complications are as follows.

causes liver fibrosis[1]. According to WHO, till date more than 200 million people suffers frominfection world wide out of which 200 thousands dies annually[1]. Praziquantel is  most  effective  therapy, still  30  %  of  patients  develop  fibrosis[1].  Mice  once  exposed  to schistosomia mansoni, rapidly develop granulomas in the hepatocyte. Parasite initiates the immunological response in portal tract. This pathology in mice closely resembles fibrosis in human [3]. Thus this model is widely used for understanding the mechanism of fibrosis and developing novel therapy against fibrosis[4].

ANIMALMODELFOR AUTOIMMUNE HEPATITIS (AIH): AIH is a potentially severe chronic liver disease in which there is abnormal  elevation  of  serum  transaminase,  gammaglobuline  & circulating antibodies[5]. AIH usually occurs in women and diagnosed at the end stage, hence there is limited information available regarding ANIMAL MODELFOR EXPERIMENTAL HEPATIC FIBROSIS: the cellular and molecular mechanism[5]. Once the disease is identified, therapeutic  implementation  results  into  severe  adverse  effects. Schistosomiasis model: Therefore  animal  models  are  generally  used  to  explore  the Schistosomiasis is a parasitic disease caused by schistosomia and pathophysiology of disease and helps in identifying drugs that can be used with minimum side effects[6]. *Corresponding author. Dr. Syed Ehtaishamul Haque Assistant Professor, Department of Concanavalin A (Con A): Pharmacology, Faculty of Pharmacy, Jamia Con A is a Plant lectin obtained from jack beans. Con A selectively Hamdard, New Delhi- 110062, India. binds with mannose residue of glycoprotein and initiate the activation Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 of lymphocytes, T cells, CD4 + T cells, NKT cells and kuffers cells which closely resembles AIH[7].  In this model TNF-alpha/gamma, IL2, IL-4 act as pathogenic cytokines whereas IL-10 act as protective cytokines[8].  The  drawback  of  this  model  includes  the  lack  of circulating antibodies which are commonly seen in AIH in humans[1]. Therefore this model is preferably used in primary screening of AIH drugs[1]. TGF- 1 -/- MICE on Balb/c background: TGF -1  contribute to maintain the immune homeostasis and thus exhibit variety of anti-inflammatory activities therefore mice lacking TGF –1 develop severe inflammatory lesions in multiple organs within 3-5 weeks of age[9]. Thus this model mimics many aspects of AIH. Still, this model is not an ideal choice for AIH because mice usually die within a few weeks after the development of AIH. However but this model gives an insight of genetic deficiencies that causes AIH[10]. NTx-PD-1 mice: Regulatory T cells (Tregs) are a special type of T cells that suppress the hyper immune system and maintain tolerance to autoimmunity[11] Neonatal thymectomy (NTx) when done on programmed death (PD) mice, develop hepatitis that mimics the human AIH and mice develop antinuclear antibodies that further elevate the level of serum ALT & AST[11]. ANIMAL MODEL FOR PRIMARY BILIARY CIRRHOSIS (PBC): Primary biliary cirrhosis is more often seen in women that men (women: men  =  2:1)  with  unknown  etiology[12].  PBC  is  diagnosed  by  the destruction of the intrahepatic bile duct epithelial cell. In PBC patient, antimitochondrial antibodies (AM-Ab) are seen in serum that reacts with pyruvate dehydrogenase complex (PDC) and damages the inner lipoyl domain of E2 subunit[1]. PBC at its advanced stage progress into fibrosis. Clinically ursodeoxy cholic acid (UDCA) is considered as best therapeutic regimen for PBC as UDCA reduces the biochemical markers and additionally have anti-apoptotic, anti-inflammatory, antioxidant and induces hypercholeratic effect[13]. SPONANIOUS MOUSE MODEL FOR PBC: NOD.c3c4 mice: It was first developed model for PBC in which B6 and B10 derived insulin dependent diabetic region were integrated into the non-obese diabetic (NOD) mice[14] that developed antibodies for E2 same as seen  in  human  PBC[14].  When  immunological–histopathological studies done for PBC induced mice, CD3+, CD4+ CD8+ T cells were spotted in biliary epithelium[14]. Reduction in T regulatory cells found

directly proportional to the protection of NOD-c3c4 mice from PBC[15]. Therefore this model confirms the role of T cells in the pathogenesis of in PBC[16]. dn TGF-RII mice: Currently this model is regarded as the most useful animal model for PBC. TGF-â1 knockout mice confirm the role of TGF-â1 in activation and  proliferation  of  PBC[12].  One  drawback  of  this  model  is  the development of severe immunological abnormalities that result in high rate of mortality[17]. IL-2R - /- MICE: This model is yet another model for PBC. Generally, IL-2Rá is important for development and expression of  CD4+ and CD25+ T regulatory cells[18] which suppress the autoimmunity, hence the lack of  CD 25+ in  IL-2R -/- mice  lead to portal inflammation and PBC[19]. Ae2a, b -/- mice: Ae2a,  b  mediates  the  Cl/HCO3- exchange  across  the  plasma membrane and thus crucial for maintenance of intracellular pH [20]. Ae2a, b -/- mice resembles some of the clinical features of human PBC,  such  as  immunological  abnormalities  and  hepatobiliary alteration[20]. Further Ae2a, b -/-  mice  shows an elevated level of CD8+ cells and reduced level of T regulatory cells, suggesting this model as a potential pharmacological target to modulate Treg cells[20]. Chemical xenobiotics immunised mice: There  is  strong  evidence  for  the  effect  of  bacterial  toxin  and xenobiotics in the pathophysiology of liver disorder[21]. Exposure of 2-octynoic acid (2A) induces hepatic damage and has a structure similar to PDC-E2, thus initiate the symptom of PBC[22]. ANIMAL MODEL FOR PRIMARY SCLEROSING CHOLANGITIS (PSC): PSC is a progressive cholestatic disorder that is common in male[13] . PSC is characterized by inflammation and fibrosis of intra and extra intrahepatic bile duct[23]. Perinuclear-anti neutrophil cytoplasmic Ab are seen in PSC, justifying it as an auto-immunised disorder[24]. Till date only UDCA have shown positive clinical outcome . Some of the animal models used to study PSC are Trinitrobenzene model (TNB), alpha-napthyliso  thiocyanate  (á-NIT) model  and lithocholic  acid model[25]. Mdr 2-/-: Multidrug-resistant  gene  function  as  coding  the  canalicular phospholipids flipase that participate in the transportation of biliary phospholipids into the canalicular cell membrane[26]. Therefore the

Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 lack of Mdr genes in Mdr2-/- mice makes the mice devoid of biliary ANIMAL MODEL FOR HBV: phospholipids transportation that results in accumulation of non- HBV infection has affected more than 360 million people across the micellar bound free bile acid. This process initiate the injury of the globe[30].  There  is  always  a  possibility  for  development  of  liver bile  duct  and  progress  to  HCC[27],  thus  Mdr  mice  model  let  the cirrhosis and hepatic carcinoma in a patient of HBV. HBV consist of researcher understand the basic pathophysiology of PSC and effect partially double strand DNA of size 3.2 Kb. HBV DNA template act of hepatoprotective agent in PSC patient[12]. for both replication and transcription[35]. There are many viruses of DDC Diet: 3, 5 Diethoxycarbonyl- 1, 4 dihydro colloidal (DDC) is well-established model for alcoholic and non-alcoholic steatohepatitis, metabolic liver disease  and  chronic  cholestatic  liver  disorders[28].  DDC  feeding causes cholangitis, periductular fibrosis and finally biliary fibrosis which  mimic  the  etiology  of  PSC[28].  Therefore  DDC  model  is extensively used for understanding the basic etiology of PSC and to test the novel; therapeutics in PSC[29]. ANIMAL MODEL OF HCV INFECTION: Till date hepatitis infection have infected more than 170 million people across the globe[1]. HCV is an enveloped positive strand RNA virus of  molecular  weight  9.6  kb.  RNA-dependent  RNA  polymerase mediates the replication. RNA of HCV virus is devoid of proofreading so there is always the higher rate of mutation[1]. There is no vaccine available  for  ,  however  combination  of  pegylated  interferon  and ribavirin is used clinically. This combination, apart from therapeutic activity, exerts higher adverse effect which is sometime fetal[30]. Over the  years,  good  number  of  transgenic  mice  constitutively  over expressed one or more HCV proteins in order to study their on liver pathology. Despite some contradictory results, three features of HCV pathogenesis  could  be  demonstrated  with  these  HCV  transgenic mouse models[31]. Inducible-HCV transgenic mice: Transgenic mice model has been used since a long time but a major challenge encountered with transgenic mice model for expressing HCV protein is immunotolerance towards HCV protein. Therefore transgenic mice were developed that allows the expression of core HCV protein using Cre/IoxP switching system[32].  This new model additionally shows that transgenic mice expressing the core HCV protein, are resistant to Fas programmed cell death (apoptosis) in liver[33], thus indicating that HCV virus can maintain infection in the antiviral environment. This model also shows the role of NK cells in expression of core protein during infection[34]. Xenograft model: Transgenic mice model, inspite of many modifications, lack efficient mechanism of HCV infection. Therefore xenograft model of human hepatocytes in mice is used as alternate to transgenic mice model[1].

family hepadnaviridae which closely resembles HBV. Woodchucks HBV  (WHBV) &  duck  HBV  (DHBV)  models  provide  sufficient information about the mode of infection and onset of cirrhosis and HCC[36]. HBV transfected mice: Since transgenic mice were not found to be suitable for HBV model since HBV infection are not permeable in transgenic mice, therefore transfected mice models were developed [1]. To develop this model two  methods  were  used  (a)  Use  of  adenovirus  vector  to  develop HBV DNA in mice (b) Hydrodynamic injection of HBV DNA[37]. In both of these models, DNA is not integrated into host genome of transfected mice, therefore, this model is used for the study of antiviral drugs[38]. A common drawback of transfected mouse models is the relatively short duration of viral replication, which is limited by the host immune response against viral vectors[37]. Trimeric mouse model: This is a valid model for both HCV & HBV[39]. In this model, mouse model is irradiated to break down their immune system and again the immune  system  is reconstituted using Severe  combined immunodeficiency (SCID) method[40]. The mouse is then transplanted with ex vivo HBV-infected liver fragment of human beneath the capsule (capsule).  This  transplanted  human  HBV  hepatocytes  remain functional for several weeks[40]. This model is mostly used for shortterm screening of antiviral drugs[40]. ANIMAL MODEL FOR NAFLDs: NAFLDs is define as the presence of steatosis in absence of alcohol consumption. NASH is a further progression of NAFLDs which is more  often  characterized  by  steatosis,  lobular  inflammation, hepatocellular ballooning and fibrosis[41]. NAFLD/NASH are the most common  form  of  liver  disorder  in  older  people  associated  with metabolic syndrome[41]. Till date there are few animal models that mimic the NAFLDs. Genetic model, dietary model and the combination of  a genetic nutritional factor are used  to access the  cellular  and molecular mechanism of NAFLDs[1]. GENETIC MODEL: Genetic  model  such  as  Ob/ob  mice,  db/db  mice  (fa/fa  mice)  are randomly used in the laboratory to induce NAFLDs.

Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 Ob/ob mice model: Leptin is the well-known hormone that regulates the hunger, energy uptake and energy expenditure[42] . Whenever there is a mutation in gene encoding leptin (Ob/ob mice, leptin-deficient mice) or mutation at  leptin receptor (leptin resistant  receptor), mice  become hyperphagic, obese, hyperglycemic, inactive and insulin resistant[42]. These characteristics mimic the  pathophysiology of NAFLD and this model suggests the role of leptin in this pathology [43]. Some other genetic models used for NAFLDs are kk-Ay-/-  mice, PPAR-á /- mice and PTEN -/- mice[1].

combination  of  HFD  model  with  MCD  model  mimics  the  exact etiology of human NAFLDs/NASH[53]. Some other model with the similar outcome is combinations are LDL+ HFD (oxidized Low-density lipoprotein + high-fat diet) and GTH (Gold thioglucoside) + HFD[1].

DIETRY MODEL FOR INDUCING NAFLDS:

Liquid diet model (Lieber- De- Carli model): Consumption of alcohol in drinking water is a most relevant animal model for ALD as it is cheapest and convenient model [2]. A challenge for this model is an aversion of rodents to smell and test of ethanol which limits the administration of excess of ethanol more than once in a single dose[55]. This model is regarded as an excellent tool for understanding the early stage of injury in ALD[1] . Recently 10 days model have been introduced in which 6.3% v/v ethanol and 28% ethanol derived calories in low carbohydrate were given[56] . In the first 7 days mice begin to loose weight and increase in ALT & AST is observed. This model induces more severe hepatocellular injury than classical liquid diet model but failed to induce inflammation and necrosis,  as  evident  by  histopathological  studies  done[56].  This model was further modified with ethanol, 5% of the diet and single gavage of ethanol (chronic binge model) for 10 days. This modified model induced marked fatty liver injury with hepatocyte inflammation and  necrosis[57].

Methionine-choline deficient diet (MCD): MCD is a classical dietary model for NASH/NAFLD. This model contains 40% sucrose and 10% of fat but is deficient in choline and methionine,  which are  crucial for mitochondrial â oxidation  and formation of  VLDLV [44]. Therefore  this  model  initiates  the steatohepatitis with pericellular and pericentral fibrosis with elevation in ROS[45]. Rats or mice fed with  the MCD diet show significant loss of body weight (up to 10% in 10 weeks) and reduction in plasma triglyceride and cholesterol levels. Serum levels of insulin, leptin and  glucose  are  also  decreased,  serum  adiponectin remains unchanged or increased and the animals are   peripherally insulin sensitive, although they exhibit hepatic insulin resistance[46]. High fat diet (HFD): HFD model is more reliable for rat than mice. This model constitutes 70% of calorie from fat, 11% from carbohydrate and 18% of calorie from protein[47]. When a rat is given HFD, it rapidly gains weight, become  obese  and  reflects  the  pathophysiology  of  NAFLDs[48]. The  increase  in ALT  & AST  is seen  with  consumption  of  HFD. Additionally, cholestasis and inflammation are also reported in this model[42]. This model takes comparatively long time in the induction of NAFLDS/NASH but in general consumption of HFD induces mild to moderate liver injury[49]. Frutose: Consumption of excess of fructose in the form of corn syrup which is generally  found  in soft  drinks induces NAFLDs/NASH[50]. Metabolism of fructose starts the de novo lipogenesis and inhibition of mitochondrial â oxidation. This result in hepatic steatosis with hyperglycemia,  obesity  and  insulin  resistance[51].  Fructose  also promotes  intestinal  bacterial  overgrowth,  leading  to  increased endotoxin  levels  in  the  portal  blood,  subsequent  Kupffer  cell activation  and  inflammation  in  the  liver [52].  Excess  of  fructose consumption also  elevates  the  level  of  ROS [53]. Therefore

ANIMAL MODEL OFALCOHOLIC LIVER DISEASE: Heavy consumption of alcohol leads to alcoholic liver disease (ALD). Pathology of ALD ranges from simple cholestasis to inflammation, necrosis, fibrosis, cirrhosis and HCC[54] . Some of the common animal model use in the laboratory for induction of ALD are as follow.

Internal ethanol infusion (Tsukamoto-French Model): All the model we have seen for ALD, cannot induce injury beyond the  fatty  liver,  therefore  another  model  was  developed  with  a hypothesis that rodent have a higher rate of metabolism for alcohol than human and require a higher concentration of alcohol in blood in a shorter duration of time[58].  A catheter is implanted into the stomach and ethanol is infused through  the catheter into stomach[59]. This model, therefore, induces hepatocyte injury in a shorter period of time and mimic the exact same etiology as that of human ALD[60]. Further, if carbonyl iron is added to this infusion, and even more severe form of necrosis and inflammation is produced[61] . This model thus proves the role of TNF-, TGF- and activation of kuffer cells in the pathophysiology of ALD[62]. ANIMAL MODEL FOR HEPATOCELLULAR CARCINOMA: Hepatic carcinoma is growing exponentially and new research is needed for better treatment regimen. Here we summarize some of the carcinogenic substance used for developing such models to study

Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 anti-cancer drugs. These carcinogenic substances are classified in Thioacetamide: two categories depending on their action to induce tumor. (1) Geotaxis Thioacetamide is a well known hepatic toxin and when administered chemicals, which act at genetic level and induces structural changes at dose of 0.02-0.05 % of water induces fibrosis in 10-15 weeks[80]. and leads to mutation leading to hepatic cancer (2) Chemicals which lacks effect on DNA but promote tumor formation in dose-dependent CONCLUSION: manner. Experimental  animal  models  help  the  researcher  to  study  and understand the  pathophysiology  and  underlying cause  of various Diethylnitrosamine (DEN) : chronic disorders. Similarly, animal models play a crucial role in preDEN induces tumor in organism-organ specific manner as in mice clinical study and in new drug development. Initially traditional animal DEN induces tumor in liver, pancreas, GI tract, Respiratory tract and models were used in which hepatotoxicity was induced using various in lungs[63] . DEN mainly act by  alkylating DNA strand and it is toxins like CCL4, DMN and TAA, but it was observed that in human hydroxylated to alpha-hydroxyl nitrosamine[64 and this bioconversion CLD develops in decades as it is a slow process but in rodents it may is  mediated  by  Cyt  P450  enzyme  which  is  highly  present  in take less time (months) to develop as they have shorter life span. hepatocytes[65]. Some time DEN causes oxidative stress leading to Some researcher also reported that when higher doses of hepatotoxins the generation of reactive oxygen species and causes mutation. In were used to reduce the time, elevation in inflammation and rate of mouse  DEN  induces  tumor through H-ras  proto  oncogenes mortality were found. Also  metabolic process of rodents is much activation[66]. further DEN induces tumor on sex basis, as male have faster and some time becomes a  point of  concern because agents 100% chance to develop tumor whereas female has only 70% chance responsible for NAFLDs and ALD in humans may behave abruptly to develop the tumor[67]. DEN  at dose of 5-90 mg/kg ip in 15 days old in rodents. Nevertheless, traditional animal models have helped the mice induces tumor within 45-105 weeks[68] whereas in 6-week dose researchers to understand basic etiology of various CLDs. Now- aregimen of DEN ( 3 weeks administration of 75 mg/kg and 3 weeks days GMMs (gene knockout mice model) are used which are superior administration of 100  mg/kg) tumor in develop the 52 weeks[69]. to traditional models and imitate the disease etiology with humans. Finally pathogenesis of CLDs in humans is a complex process and Peroxisome proliferators (PPs): often involves  various tissues,  organs or  system. It  is  difficult  to These agents cause hepatomegaly and first tested in 1975[70]. Some draw inference using single animal models (traditional or GMMs), common PPS are bezafibrate, fenofibrateB[71], clofibrate[71]. PPs mainly hence often combination of traditional and genetic models are used act by activating PPARá which is responsible for expression of many to express the pathology of CLDs. genes including those  of oncogenes[72]. Conflict of interest: None Aflatoxin B (AFB): AFB  is  derived  from  fungus  Aspergillus flavium [73] and  it REFERENCES: metabolized into 8, 9 epoxide which selectively binds with guanine 1. Yan Liu1, Christoph Meyer, Chengfu Xu, Honglei Weng, residue and induces mutation leading to HCC[74] it has been seen Claus Hellerbrand,  Peter  ten  Dijke  and  Steven  Dooley. that 7 days old mice when exposed to 8 mg/kg of AFB for 52 weeks, Animal  models  of  chronic liver  diseases;  Am  J  Physiol develops a well defined tumor is induced[75]. Gastrointest Liver Physiol. 2012; 28:654-658. 2. Hayashi H and Sakai T. Animal models for the study of liver CCL4 : fibrosis: new insights from knockout mouse models. Am J Carbon tetrachloride: It is one  of the most common carcinogenic Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2011; 300:729-738. agent that induces tumor by causing lipid peroxidation[76-77], membrane 3. Boros  DL.  Immunopathology  of  Schistosoma  mansoni damage and causes secretion of cytokines & pro-inflammatory factors infection. Clin Microbiol Rev. 1989; 2:250-269. from kuffers cells[78]. Administration of CCL4 with alcohol induces 4. Wilson MS, Mentink-Kane MM, Pesce JT, Ramalingam TR, tumor in 104 weeks[78]. Thompson R, and  Wynn TA. Immunopathology  of schistosomiasis. Immunol Cell Biol. 2007; 85:148-154. Choline-deficient diet (CDD): 5. Manns MP, Czaja AJ, Gorham JD, Krawitt EL, Mieli-Vergani Choline deficient diet initially causes steatosis[79]  and at later stage G,  Vergani  D,  and  1298  Vierling  JM.  Diagnosis  and [79] [79] mass of oval cells are formed  due to oxidation of DNA fragment . management of autoimmune hepatitis. Hepatology. 2010; 51: 2193-1299. Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

0

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 6.

7.

8.

9.

10.

11.

12.

13.

14.

15.

16.

Hardtke-Wolenski  M  and  Jaeckel  E.  Mouse  models  for experimental autoimmune 1123 hepatitis: limits and chances. Dig Dis. 2010; 28:70-79. Tiegs  G,  Hentschel  J,  and  Wendel  A.  T  cell-dependent experimental liver injury in mice inducible by concanavalin A. J Clin Invest. 1992; 90:196-203. Di Marco R, Xiang M, Zaccone P, Leonardi C, Franco S, Meroni P, and Nicoletti F. Concanavalin. A-induced hepatitis in mice is prevented by interleukin (IL)-10 and exacerbated by  endogenous  IL-10  deficiency.  Autoimmunity. 1993; 31:75-83. Kulkarni AB, Huh CG, Becker D, Geiser A, Lyght M, Flanders KC, Roberts AB,  Sporn MB, Ward JM, and Karlsson S. Transforming growth factor beta-1 null mutation in mice causes excessive inflammatory response and early death. Proc Natl Acad Sci 1993; 90:770-774. Gorham JD, Lin JT, Sung JL, Rudner LA, and French MA. Genetic  regulation of  autoimmune  disease: BALB/c background TGF-beta 1-deficient mice  develop necroinflammatory  IFN-gamma-dependent  hepatitis.  J Immunol. 2001; 166:6413-6422. Kido M, Watanabe N, Okazaki T, Akamatsu T, Tanaka J, Saga K, Nishio A,   Honjo T, and Chiba T. Fatal autoimmune hepatitis induced by concurrent loss of  naturally  arising regulatory  T cells  and PD-1-mediated signaling. Gastroenterology. 2008; 135:1333-1343. Penz-Osterreicher M,  Osterreicher CH,  and Trauner M. Fibrosis in autoimmune and cholestatic liver disease. Best Pract Res Clin Gastroentero 2011; 25:245-258. Fallatah HI and Akbar HO. Autoimmune liver 1061 disease are  there  spectra  that  we  do  not  know?  Comp Hepatol. 2011; 10:9-11. Irie J, Wu Y, Wicker LS, Rainbow D, Nalesnik MA, Hirsch R, Peterson LB, Leung PS, Cheng C, Mackay IR, Gershwin ME, and Ridgway WM. NOD.c3c4 congenic mice develop autoimmune  biliary  disease  that serologically  and pathogenetically models human primary biliary cirrhosis. J Exp Med. 2006; 203:1209-1219. Moritoki Y, Tsuda M, Tsuneyama K, Zhang W, Yoshida K, Lian ZX, Yang GX,  Ridgway WM, Wicker LS, Ansari AA, and Gershwin ME. B cells promote hepatic inflammation, biliary cyst formation, and salivary gland inflammation in the  NOD.c3c4  model  of  autoimmune  cholangitis.  Cell Immunol. 2011; 268:16-23. Nakagome Y, Ueno Y, Kogure T, Fukushima K, Moritoki Y, Ridgway  WM,  Eric  Gershwin  M,  and  Shimosegawa  T. Autoimmune cholangitis in NOD.c3c4 mice is associated with  cholangiocyte-specific  Fas  antigen  deficiency.  J Autoimmun. 2007; 29: 20-29.

17. Gorelik L and Flavell RA. Abrogation of TGFbeta signaling in T cells leads to spontaneous T cell differentiation and autoimmune disease. Immunity 2000; 12:171-181. 18. Nelson  BH.  IL-2,  regulatory  T  cells,  and  tolerance.  J Immunol. 2004; 172:3983-3988. 19. Wakabayashi K, Lian ZX, Moritoki Y, Lan RY, Tsuneyama K, Chuang YH,Yang GX, Ridgway W, Ueno Y, Ansari AA, Coppel RL, Mackay IR, and Gershwin ME.IL-2 receptor alpha(-/-)  mice  and  the  development  of  primary  biliary cirrhosis. Hepatology. 2006; 44:1240-1249. 20. Salas JT, Banales JM, Sarvide S, Recalde S, Ferrer A, Uriarte I, Oude Elferink  RP, Prieto J, and Medina JF. Ae2a,b-deficient mice develop antimitochondrial antibodies and other features resembling primary biliary cirrhosis. Gastroenterology. 2008; 134:1482-1493. 21. Rieger R, Leung PS, Jeddeloh MR, Kurth MJ, Nantz MH, Lam KS, Barsky D, Ansari AA, Coppel RL, Mackay IR, and Gershwin ME. Identification of 2-nonynoic acid, a cosmetic component, as a potential trigger of primary biliary cirrhosis. J Autoimmun. 2006; 27:1407-1408. 22. Wakabayashi K, Yoshida K, Leung PS, Moritoki Y, Yang GX, Tsuneyama K, Lian ZX, Hibi T, Ansari AA, Wicker LS, Ridgway WM, Coppel RL, Mackay IR, and Gershwin ME. Induction of autoimmune cholangitis in non-obese diabetic (NOD). Mice following a chemical xenobiotic immunization. Clin Exp Immunol. 2009; 155:577-586. 23. Vierling  JM. Animal  models  for primary  sclerosing cholangitis. Best Pract Res Clin Gastroenterol. 2001; 15:591610. 24. Maggs  JR  and  Chapman  RW.  An  update  on  primary sclerosing  cholangitis.  Curr Opin Gastroenterol.  2008; 24:377-383. 25. Trauner M, Fickert P, Halilbasic E, and Moustafa T. Lessons from  the  toxic  bile  concept  for  the  pathogenesis  and treatment of  cholestatic  liver diseases. Wien Med Wochenschr. 2008; 158:542-548. 26. Fickert P, Fuchsbichler A, Wagner M, Zollner G, Kaser A, Tilg H, Krause R, Lammert F, Langner C,  Zatloukal K, Marschall HU, Denk H, and Trauner M. Regurgitation of bile acids from leaky bile ducts causes sclerosing cholangitis in Mdr2 (Abcb4) knockout mice. Gastroenterology. 2004; 127:261-274. 27. Popov Y, Patsenker E, Fickert P, Trauner M, and Schuppan D.  Mdr2  (Abcb4)-/-  mice  spontaneously  develop  severe biliary  fibrosis  via  massive  dysregulation  of  pro-  and antifibrogenic genes. J Hepatol. 2005; 43:1045-1054. 28. Fickert P, Trauner M, Fuchsbichler A, Stumptner C, Zatloukal K, and Denk H. Bile acid-induced Mallory body formation in drug-primed mouse liver. Am J Pathol. 2002; 161:20192026.

Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 29. Fickert P, Stoger U, Fuchsbichler A, Moustafa T, Marschall HU, Weiglein AH, Tsybrovskyy O, Jaeschke H, Zatloukal K, Denk H, and Trauner M. A new xenobiotic induced mouse model of sclerosing cholangitis and biliary fibrosis. Am J Pathol. 2007; 171:525-536. 30. Kronenberger B and Zeuzem S. New developments in HCV therapy. J Viral Hepat. 2002; 1:48-51. 31. Barth  H, Robinet  E,  Liang TJ,  and  Baumert TF.  Mouse models  for  the  study  of  HCV  infection  and  virus-host interactions. J Hepatol. 2008; 49:134-142. 32. Wakita T, Taya C, Katsume A, Kato J, Yonekawa H, Kanegae Y, Saito I,  Hayashi Y, Koike M, and Kohara M. Efficient conditional transgene expression in hepatitis C virus cDNA transgenic mice mediated by the Cre/loxP system. J Biol Chem .1998; 273:9001-9006. 33. Machida K, Tsukiyama-Kohara K, Seike E, Tone S, Shibasaki F, Shimizu M, Takahashi H, Hayashi Y, Funata N, Taya C, Yonekawa H, and Kohara M. Inhibition of cytochrome c release in Fas-mediated signaling pathway in transgenic mice induced to express hepatitis C viral proteins. J Biol Chem. 2001; 276:12140-12146. 34. Satoh K, Takahashi H, Matsuda C, Tanaka T, Miyasaka M, Zeniya M, and Kohara M. Natural killer cells target HCV core proteins during the innate immune response in HCV transgenic mice. J Med Virol. 2010; 82:1545-1553. 35. Dandri M, Lutgehetmann M, Volz T, and Petersen J. Small animal  model  systems  for  studying  hepatitis  B  virus replication and pathogenesis. Semin Liver Dis. 2006; 26:181191. 36. Dandri M, Volz TK, Lutgehetmann M, and Petersen J. Animal models for the study of HBV replication and its variants. J Clin Virol. 2005; 34:54-62. 37. Sprinzl  MF,  Oberwinkler  H,  Schaller  H, and  Protzer U. Transfer of hepatitis B virus genome by adenovirus vectors into cultured cells and mice: crossing the species barrier. J Virol. 2001; 75:5108-5118. 38. Charlton M, Krishnan A, Viker K, Sanderson S, Cazanave S, McConico A, Masuoko H, and Gores G. Fast food diet mouse: novel  small  animal  model  of  NASH  with  ballooning, progressive fibrosis, and high physiological fidelity to the human condition. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2011; 301:825-834. 39. Ilan E, Arazi J, Nussbaum O, Zauberman A, Eren R, Lubin I, Neville L, Ben- Moshe O, Kischitzky A, Litchi A, Margalit I, Gopher J, Mounir S, Cai W, Daudi N, Eid A, Jurim O, Czerniak A, Galun E, and Dagan S. The hepatitis C virus (HCV)Trimera mouse: a model for evaluation of agents against HCV. J Infect Dis. 2002; 185:153-161.

40. Ilan E, Burakova T, Dagan S, Nussbaum O, Lubin I, Eren R, Ben-Moshe O, Arazi J, Berr S, Neville L, Yuen L, Mansour TS, Gillard J, Eid A, Jurim O, Shouval D, Reisner Y, and Galun E. The hepatitis B virus-trimera mouse: a model for human HBV  infection and  evaluation of  anti-HBV therapeutic agents. Hepatology. 199; 29:553-562. 41. Marchesini G, Bugianesi E, Forlani G, Cerrelli F, Lenzi M, Manini R, Natale S, Vanni E, Villanova N, Melchionda N, and Rizzetto M. Nonalcoholic fatty liver, steatohepatitis, and the metabolic syndrome. Hepatology. 2003; 37:917-923. 42. Carmiel-Haggai M, Cederbaum AI, and Nieto N. A high-fat diet leads to the progression  of non-alcoholic  fatty liver disease in obese rats. FASEB J. 2005; 19:136-138. 43. Honda  H,  Ikejima  K,  Hirose  M, Yoshikawa  M,  Lang T, Enomoto N, Kitamura T, Takei Y, and Sato  N. Leptin is required for fibrogenic responses induced by thioacetamide in the murine liver. Hepatology. 2002; 36:12-21. 44. Anstee QM and Goldin RD. Mouse models in non-alcoholic fatty liver disease and steatohepatitis research. Int J Exp Pathol. 2006; 87:1-16. 45. Gao D, Wei C, Chen L, Huang J, Yang S, and Diehl AM. Oxidative DNA damage and DNA repair enzyme expression are inversely related in murine models of fatty liverdisease. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2004; 287:10701077. 46. Leclercq  IA,  Lebrun  VA,  Starkel  P,  and  Horsmans  YJ. Intrahepatic  insulin  resistance  in  a  murine  model  of steatohepatitis: effect of PPARgamma agonist pioglitazone. Lab Invest. 2007; 87:56-65. 47. Hebbard L and George J. Animal models of nonalcoholic fatty liver disease. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 2010; 8:35-44. 48. Lieber  CS,  Leo  MA,  Mak  KM,  Xu  Y,  Cao  Q,  Ren  C, Ponomarenko A, and DeCarli LM. Model of nonalcoholic steatohepatitis. Am J Clin Nutr. 2004; 79:502-509. 49. Romestaing C, Piquet MA, Bedu E, Rouleau V, Dautresme M, Hourmand-Ollivier I, Filippi C, Duchamp C, and Sibille B. Long term highly saturated fat diet does  not induce NASH in Wistar rats. Nutr Metab (Lond). 2007; 4:4-6. 50. Ouyang X, Cirillo P, Sautin Y, McCall S, Bruchette JL, Diehl AM, Johnson RJ, and Abdelmalek MF. Fructose consumption as a risk factor for non-alcoholic fatty liver disease. J Hepatol. 2008; 48:993-999. 51. Lim JS, Mietus-Snyder M, Valente A, Schwarz  JM,  and Lustig  RH.  The  role  of  fructose  in  the  pathogenesis  of NAFLD and the  metabolic  syndrome. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 2010; 7:251-264.

Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 52. Spruss A, Kanuri G, Wagnerberger S, Haub S, Bischoff SC, and  Bergheim  I.  Toll-like  receptor  4  is  involved  in  the development of fructose-induced hepatic steatosis in mice. Hepatology. 2009; 50:1094-1104. 53. Tetri  LH,  Basaranoglu  M,  Brunt  EM,  Yerian  LM,  and Neuschwander-Tetri  BA.  Severe  NAFLD  with  hepatic necroinflammatory changes in mice fed trans fats and a highfructose  corn syrup  equivalent. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2008; 295:987-995. 54. Seth  D,  Haber  PS,  Syn  WK,  Diehl  AM,  and  Day  CP. Pathogenesis  of  alcohol  induced  liver  disease:  classical concepts and  recent advances. J Gastroenterol Hepatol. 2011; 26:1089-1105. 55. Rodd-Henricks ZA, Bell RL,   Kuc KA, Murphy JM, McBride WJ, Lumeng L,  and Li TK. Effects of ethanol exposure on subsequent  acquisition  and  extinction  of  ethanol  selfadministration and expression of alcohol-seeking behavior in  adult  alcohol-preferring  (P)  rats:  I.  Periadolescent exposure. Alcohol Clin Exp Res. 2002; 26:1632-1641. 56. Fleming S, Toratani S, Shea-Donohue T, Kashiwabara Y, Vogel SN, and Metcalf ES. Pro- and anti-inflammatory gene expression in the murine small intestine and liver after chronic exposure to alcohol. Alcohol Clin Exp Res. 2001; 25:579589. 57. Ki  SH,  Park  O,  Zheng  M,  Morales-Ibanez  O,  Kolls  JK, Bataller R, and Gao B. Interleukin-22 treatment ameliorates alcoholic liver injury in a murine model of chronic-binge ethanol feeding: role of signal transducer and activator of transcription 3. Hepatology. 2010; 52:1291-1300. 58. Tsukamoto H, French SW, Benson N, Delgado G, Rao GA, Larkin EC, and Largman C. Severe and progressive steatosis and  focal  necrosis  in  rat  liver  induced  by  continuous intragastric infusion of ethanol and low fat diet. Hepatology. 1985; 5:224-232. 59. Ueno A, Lazaro R, Wang PY, Higashiyama R, Machida K, and Tsukamoto H. Mouse intragastric infusion (iG) model. Nat Protoc. 2012; 7:771-781. 60. Tsukamoto H, Gaal K, and French SW. Insights into the pathogenesis of alcoholic liver necrosis and fibrosis: status report. Hepatology. 1990; 12:599-608. 61. French  SW,  Miyamoto  K,  and  Tsukamoto  H.  Ethanolinduced hepatic fibrosis in the rat: role of the amount of dietary fat. Alcohol Clin Exp Res. 1986; 10:13S-19S. 62. Kono H, Rusyn I, Yin M, Gabele E, Yamashina S, Dikalova A, Kadiiska MB, Connor HD, Mason RP, Segal BH, Bradford BU, Holland SM, and Thurman RG. NADPH oxidase-derived free radicals are key oxidants in alcohol-induced liver disease. J Clin Invest. 2000; 106:867-872.

63. Watson RE, Goodman JI. Effects of phenobarbital on DNA methylation in GC-rich regions of hepatic DNA from mice that  exhibit  different  levels  of  susceptibility  to  liver tumorigenesis. Toxicol. Sci. 2002; 68: 51–58. 64. Verna L, Whysner J, Williams GM. N-nitrosodiethylamine mechanistic  data  and  risk  assessment:  bioactivation, DNA-adduct formation, mutagenicity, and tumor initiation. Pharmacol. Ther. 1996; 71: 57–81. 65. Teoh NC, Dan YY, Swisshelm K, et al. Defective DNA strand break repair causes chromosomal instability and accelerates liver carcinogenesis in mice. Hepatology. 2008; 47: 2078– 2088. 66. Chen B,  Liu L, Castonguay A, Maronpot RR, Anderson MW, You M. Dose-dependent Ras mutation spectra in Nnitrosodiethylamine  induced  mouse-liver  tumors and  4(methylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanone  induced mouse lung-tumors. Carcinogenesis. 1993; 14: 1603–1608. 67. Nakatani T, Roy G, Fujimoto N, Asahara T, Ito A. Sex hormone dependency of diethylnitrosamine-induced liver tumors in mice and chemoprevention by leuprorelin. Jpn. J. Cancer Res. 2001; 92: 249–256. 68. Shiota G, Harada K, Ishida M, et al. Inhibition of  hepatocellular carcinoma by  glycyrrhizin in diethylnitrosamine-treated mice. Carcinogenesis. 1999; 20: 59–63. 69. Reddy JK, Rao S, Moody DE. Hepatocellular carcinomas in acatalasemic mice treated with nafenopin, a hypolipidemic peroxisome proliferator. Cancer Res. 1976; 36: 1211–1217. 70. Nishimura J, Nishimura J, Dewa Y, et al. Mechanistic study on fenofibrate-induced hepatocarcinogenesis in a 2-stage hepatocarcinogenesis  model of  rats:  Involvement  of oxidative stress.Toxicol. Lett. 2007; 172: S173–S173. 71. Keller BJ, Yamanaka H, Liang D, Thurman RG. Hepatotoxicity due to clofibrate is oxygen-dependent in the perfused-ratliver. Toxicol. Appl. Pharmacol. 1990; 104: 259–266. 72. Cheung  C,  Akiyama  TE,  Ward  JM,  et  al.  Diminished hepatocellular proliferation in mice humanized for the nuclear receptor peroxisome  proliferator-activated  receptor alpha. Cancer Res. 2004; 64: 3849–3854. 73. Autrup H, Wakhisi J. Detection of exposure to aflatoxin in an African population. IARC Sci. Publ. 1988; 8: 63–66. 74. Gallagher EP, Wienkers LC, Stapleton PL, Kunze KL, Eaton DL. Role of human microsomal and human complementary DNA-expressed cytochromes P4501A2 and P4503A4 in the bioactivation of aflatoxin B1. Cancer Res. 1994; 54: 101– 108.

Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47

Ashif Iqubal et al. / Journal of Pharmacy Research 2016,11(1),39-47 75. McGlynn KA, Hunter K, LeVoyer T, et al. Susceptibility to aflatoxin B-1-related primary hepatocellular carcinoma in mice and humans. Cancer Res. 2003; 63: 4594–4601.  76. Weisburger  EK. Carcinogenicity  studies on  halogenated hydrocarbons. Environ. Health Perspect.1977;21:7–16. 77. Sheweita SA, El-Gabar MA, Bastawy M. Carbon tetrachloride changes the activity of cytochrome  P450 system in the liver of male rats: role of antioxidants. Toxicology. 2001; 169: 83–92.

78. Confer DB, Stenger RJ. Nodules in livers of C3h mice after long-term carbon tetrachloride administration - a Light and Electron Microscopic Study. Cancer Res. 1966; 26: 834–843. 79. de Lima VM, Oliveira CP, Alves VA, et al. A rodent model of NASH  with cirrhosis, oval  cell proliferation and hepatocellular carcinoma. J. Hepatol. 2008; 49: 1055–1061. 80. Palacios RS, Roderfeld M, Hemmann S, et al. Activation of hepatic stellate cells is associated with cytokine expression in  thioacetamide-induced  hepatic  fibrosis  in  mice. Lab. Invest. 2008; 88 : 1192–1203.

Source of support: Nil, India, Conflict of interest: None Declared

Journal of Pharmacy Research Vol.11 Issue 1 January 2017

39-47