ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر (15-30) 1395
دا 7م 6ورز
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ ﺗﺤﺖ ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﺑﺮﻧﺞ )(Oryza sativa L. ﻣﺠﺘﺒﻲ ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ ،1ﺑﺎﺑﻚ رﺑﻴﻌﻲ *2و ﺳﻴﺪ ﺣﺴﻦ ﺣﺴﻨﻲ ﺗﺎرﻳﺦ درﻳﺎﻓﺖ94/6/21 :
ﻛﻮﻣﻠﻪ3
ﺗﺎرﻳﺦ ﭘﺬﻳﺮش94/10/19 :
ﭼﻜﻴﺪه در اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ،ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (OsGpxو ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ) ،(OsPrxﻣﻴﺰان H2O2و ﻣﻴﺰان آﻧﺰﻳﻢ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (PODدر ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ )ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ( و اﺻﻼح ﺷﺪه )ﺧﺰر و ﻧﻌﻤﺖ( ﺑﺮﻧﺞ اﻳﺮاﻧﻲ در واﻛﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻮري 100ﻣﻴﻠﻲﻣﻮﻻر ارزﻳﺎﺑﻲ و ﺑﺎ دو رﻗﻢ ﺷﻨﺎﺧﺘﻪ ﺷﺪه و ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﻣﺘﺤﻤﻞ ) (FL478و ﺣﺴﺎس ) (IR29ﺑﻪ ﺷﻮري ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺷﺎﻫﺪﻫﺎي آزﻣﺎﻳﺶ ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺷﺪﻧﺪ .ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (PODدر زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ در ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻣﺘﻔﺎوت و ﺗﺤﺖ ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ،ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻴﺶﺗﺮ ﺑﻮد .ﻋﻼوه ﺑﺮ آن، ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ در ﺳﺎﻋﺎت اﺑﺘﺪاﻳﻲ ﺗﻨﺶ و در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻴﺰان ﺧﻮد رﺳﻴﺪ .ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ در 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ و ﺳﭙﺲ در زﻣﺎنﻫﺎي 48 ،24 ،12و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ،ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ .در ﻣﻘﺎﺑﻞ ،ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس در ﺗﻤﺎﻣﻲ زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ﻧﺸﺎن داد ،اﮔﺮﭼﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن آن در 6و 12ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ .ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﻫﻴﭻ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﻜﺮد ،اﻣﺎ در ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ) 72ﺳﺎﻋﺖ( ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ .در ﻣﻘﺎﺑﻞ ،اﻟﮕﻮي ﺛﺎﺑﺘﻲ ﺑﺮاي ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﻣﺸﺎﻫﺪه ﻧﺸﺪ .ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ،راﺑﻄﻪ ﻣﺴﺘﻘﻴﻤﻲ ﺑﻴﻦ ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان H2O2ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎ و ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﺖ وﺟﻮد داﺷﺖ .در ﻣﺠﻤﻮع ﻧﺘﺎﻳﺞ اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻛﺎرﻛﺮد ﻣﺠﻤﻮﻋﻪاي از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﺖ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﺳﻢزداﻳﻲ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﺷﻮد و از اﻳﻦرو ﺟﻬﺖ درك ﻫﺮ ﭼﻪ ﺑﻬﺘﺮ ﻋﻮاﻣﻞ ﺳﻢزداي ROSﺑﺎﻳﺴﺘﻲ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺟﺎﻣﻌﻲ روي ﻛﻞ ﺳﻴﺴﺘﻢ آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﮔﻴﺎه اﻧﺠﺎم ﺷﻮد. واژهﻫﺎي ﻛﻠﻴﺪي :ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ،ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ،ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻦ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازH2O2 ،
-1داﻧﺸﺠﻮي دﻛﺘﺮي ،ﮔﺮوه ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي ﻛﺸﺎورزي ،داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن ،رﺷﺖ ،اﻳﺮان -2اﺳﺘﺎد ،ﮔﺮوه زراﻋﺖ و اﺻﻼح ﻧﺒﺎﺗﺎت و ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي ﻛﺸﺎورزي ،داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن ،رﺷﺖ ،اﻳﺮان -3اﺳﺘﺎدﻳﺎر ،ﮔﺮوه ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي ﻛﺸﺎورزي ،داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن ،رﺷﺖ ،اﻳﺮان * ﻧﻮﻳﺴﻨﺪه ﻣﺴﺌﻮل
[email protected] :
ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران
ﻣﻘﺪﻣﻪ ﺑﺮﻧﺞ ﻣﺘﻌﻠﻖ ﺑﻪ ﺧﺎﻧﻮاده Gramineaeو ﺟﻨﺲ Oryza
و ﺷﺎﻣﻞ ﺑﻴﺴﺖ ﮔﻮﻧﻪ ﻣﺘﻔﺎوت اﺳﺖ ﻛﻪ در اﻳﻦ ﻣﻴﺎن ﺗﻨﻬﺎ دو ﮔﻮﻧﻪ O. sativaو O. glaberrimaزراﻋﻲ ﻫﺴﺘﻨﺪ و از ﺑﻴﻦ آﻧﻬﺎ ﮔﻮﻧﻪ O. sativaﺑﻪ دﻟﻴﻞ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻣﺤﺼﻮل ﺑﺎﻻﺗﺮ، ﺑﻴﺸﺘﺮ ﻛﺸﺖ ﻣﻲﺷﻮد .ﺑﺮﻧﺞ ﭘﺲ از ﮔﻨﺪم دوﻣﻴﻦ ﻏﻠﻪ ﻣﻬﻢ دﻧﻴﺎ ﻣﺤﺴﻮب ﻣﻲﺷﻮد. ﻣﺤﻴﻂﻫﺎي ﻃﺒﻴﻌﻲ در ﺑﺮدارﻧﺪه ﺗﻨﺶﻫﺎي زﻳﺴﺘﻲ و ﻏﻴﺮزﻳﺴﺘﻲ ﺑﺮاي ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻫﺴﺘﻨﺪ .ﮔﻴﺎﻫﺎن داﺋﻤﺎً در ﺑﺮاﺑﺮ ﺗﻐﻴﻴﺮات ﻣﺤﻴﻄﻲ ﻗﺮار دارﻧﺪ و ﭼﻨﺎﻧﭽﻪ اﻳﻦ ﺗﻐﻴﻴﺮات ﺷﺪت و ﺳﺮﻋﺖ زﻳﺎدي داﺷﺘﻪ ﺑﺎﺷﻨﺪ ،آﻧﻬﺎ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺗﻨﺶ ﺗﻠﻘﻲ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ) .(Ciarmiello et al., 2011در ﮔﺰارش ﺳﺎل 2007ﻓﺎﺋﻮ ذﻛﺮ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ ﺗﻨﻬﺎ 3/5درﺻﺪ از ﻣﻨﺎﻃﻖ دﻧﻴﺎ ﺗﺤﺖ ﺗﺄﺛﻴﺮ ﻓﺸﺎرﻫﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ ﻗﺮار ﻧﺪارﻧﺪ ) FAO, .(2007ﻛﺮاﻣﺮ و ﻫﻤﻜﺎران )(Crammer et al., 2011 ﺗﻨﺶ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻋﺎﻣﻞ ﻣﺤﻴﻄﻲ ﻏﻴﺮﻣﻄﻠﻮب ﺑﺮاي ﻣﻮﺟﻮدات زﻧﺪه و ﻣﻘﺎوﻣﺖ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺗﻮاﻧﺎﻳﻲ اداﻣﻪ ﺣﻴﺎت ﻣﻮﺟﻮد زﻧﺪه در اﻳﻦ ﺷﺮاﻳﻂ ﻧﺎﻣﺴﺎﻋﺪ ﺗﻌﺮﻳﻒ ﻧﻤﻮدهاﻧﺪ ،ﻫﺮ ﭼﻨﺪ ﻛﻪ در ﮔﻴﺎﻫﺎن زراﻋﻲ ﻋﻼوه ﺑﺮ اداﻣﻪ ﺣﻴﺎت ،ﺗﻮاﻧﺎﻳﻲ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﺑﺨﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﺑﺮداﺷﺖ ﻳﺎ ﻣﺤﺼﻮل ﻧﻬﺎﻳﻲ ﻧﻴﺰ ﺣﺎﺋﺰ اﻫﻤﻴﺖ اﺳﺖ ).(Crammer et al., 2011 ﺷﻮري ﭘﺲ از ﺧﺸﻜﻲ ﻣﻬﻢﺗﺮﻳﻦ و ﻣﺘﺪاولﺗﺮﻳﻦ ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ در ﺳﻄﺢ ﺟﻬﺎن و از ﺟﻤﻠﻪ اﻳﺮان اﺳﺖ. ﺑﺨﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﺗﻮﺟﻬﻲ از اﻛﻮﺳﻴﺴﺘﻢﻫﺎي ﻃﺒﻴﻌﻲ و زراﻋﻲ دﻧﻴﺎ ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻗﺮار دارﻧﺪ .در اﻳﺮان ﻣﻌﺎدل 25درﺻﺪ از ﻣﺴﺎﺣﺖ زﻣﻴﻦﻫﺎي ﻛﺸﻮر داراي ﺷﻮري اﺳﺖ ) Choukr, .(1996اﻣﺮوزه ﺑﻪ ﻋﻠﺖ اﺳﺘﻔﺎده ﺑﻲروﻳﻪ از ﻣﻨﺎﺑﻊ ﻃﺒﻴﻌﻲ و ﺑﻪﻛﺎرﮔﻴﺮي روشﻫﺎي ﻧﺎﻣﻨﺎﺳﺐ در ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻣﺤﺼﻮﻻت ﻛﺸﺎورزي ﺑﻪ وﻳﮋه در راﺑﻄﻪ ﺑﺎ آب آﺑﻴﺎري ،ﺑﺨﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﺗﻮﺟﻬﻲ از زﻣﻴﻦﻫﺎي ﻛﺸﺎورزي در ﻣﻨﺎﻃﻖ ﺧﺸﻚ ﺑﺎ ﭘﺪﻳﺪه ﺷﻮري ﻣﻮاﺟﻪ ﻫﺴﺘﻨﺪ ) .(Puri and Williams, 1985در اﻳﺮان ،ﺷﻮري ﻳﻚ ﻣﺴﺌﻠﻪ ﻓﺮاﮔﻴﺮ و ﻣﺤﺪود ﻛﻨﻨﺪه ﺗﻮﻟﻴﺪ ﭘﺎﻳﺪار ﻛﺸﺎورزي اﺳﺖ ،ﺑﻪ ﻃﻮري ﻛﻪ ﻗﺴﻤﺖﻫﺎي زﻳﺎدي از ﻣﻨﺎﻃﻖ ﺧﺸﻚ و ﻧﻴﻤﻪ ﺧﺸﻚ ﻛﺸﻮر ،ﺑﻪ وﻳﮋه ﻓﻼت ﻣﺮﻛﺰي، دﺷﺖﻫﺎي ﺳﺎﺣﻠﻲ ﺟﻨﻮب و دﺷﺖ ﺧﻮزﺳﺘﺎن ،ﻣﺒﺘﻼ ﺑﻪ ﺳﻄﻮح ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺷﻮري ﻫﺴﺘﻨﺪ ) .(Momeni, 2010اﻳﺮان ﺑﻪ دﻟﻴﻞ ﻣﻮﻗﻌﻴﺖ ﺟﻐﺮاﻓﻴﺎﻳﻲ در ﻣﺤﺪودهاي از ﻛﺮه زﻣﻴﻦ واﻗﻊ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮ ﻣﻨﺎﻃﻖ آن ﺧﺸﻚ و ﻧﻴﻤﻪ ﺧﺸﻚ اﺳﺖ .در ﻛﺸﻮر ﻣﻨﺎﻃﻘﻲ وﺟﻮد دارﻧﺪ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺗﺒﺨﻴﺮ در آﻧﻬﺎ ﺑﻴﺶ از 8ﺑﺮاﺑﺮ ﻣﻴﺰان ﺑﺎرﻧﺪﮔﻲ اﺳﺖ .از اﻳﻦرو اﺳﺘﻔﺎده
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
از آبﻫﺎي ﺑﺎ ﻛﻴﻔﻴﺖ ﭘﺎﻳﻴﻦ ﻫﻤﺎﻧﻨﺪ آبﻫﺎي ﺷﻮر ﺟﻬﺖ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻣﺤﺼﻮﻻت زراﻋﻲ در اﻛﺜﺮ ﻧﻘﺎط ﻛﺸﻮر دور از اﻧﺘﻈﺎر ﻧﻴﺴﺖ ) .(Kamali et al., 2011در اﻳﺮان ﺑﻪ ﻋﻠﺖ وﺟﻮد ﻣﻘﺎدﻳﺮ زﻳﺎد رﺳﻮﺑﺎت ﻧﻤﻜﻲ در ﻋﻤﻖ ﻛﻢ ﺧﺎكﻫﺎ ،ﺷﻮري در ﺧﺎكﻫﺎ و آبﻫﺎي زﻳﺮ زﻣﻴﻨﻲ ﺑﻪ وﻓﻮر وﺟﻮد دارد و ﻫﻢ ﭼﻨﻴﻦ ﺷﻮري ﺛﺎﻧﻮﻳﻪ ﻧﻴﺰ در اﻳﺮان اﺗﻔﺎق اﻓﺘﺎده و ﺑﻪ ﻛﺮات ﮔﺰارش ﺷﺪه اﺳﺖ ) .(Van Weert et al., 2009ﺑﺮ ﺧﻼف ﺑﺰرﮔﻲ و ﮔﺴﺘﺮدﮔﻲ ﻣﺴﺌﻠﻪ ﺷﻮري ،ﺗﺎﻛﻨﻮن ﺑﺮﻧﺎﻣﻪ ﺟﺎﻣﻌﻲ ﺑﺮاي ﻣﻬﺎر آن در ﻧﻈﺮ ﮔﺮﻓﺘﻪ ﻧﺸﺪه اﺳﺖ ).(Momeni, 2010 اﺳﺘﺎن ﮔﻴﻼن ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻜﻲ از ﻗﻄﺐﻫﺎي ﻣﻬﻢ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﺑﺮﻧﺞ در اﻳﺮان از ﻣﺸﻜﻞ آبﻫﺎي ﺷﻮر رﻧﺞ ﻣﻲﺑﺮد .رودﺧﺎﻧﻪ ﺳﻔﻴﺪرود ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﻬﻢﺗﺮﻳﻦ ﻣﻨﺒﻊ آﺑﻴﺎري ﻣﺰارع اﺳﺘﺎن ﮔﻴﻼن ،در اﺛﺮ ﻛﺎﻫﺶ ﺣﺠﻢ ﻣﺨﺰن ﺳﺪ ﺳﻔﻴﺪرود ،اﻓﺰاﻳﺶ ﺑﺮداﺷﺖ از ﺳﺮﺷﺎﺧﻪﻫﺎ ،ﺧﺸﻚﺳﺎﻟﻲﻫﺎي ﭘﻴﺎﭘﻲ و ورود ﭘﺴﻤﺎﻧﺪﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺑﻪ رودﺧﺎﻧﻪ ،دﭼﺎر روﻧﺪ اﻓﺰاﻳﺶ ﺷﻮري و ﻛﺎﻫﺶ دﺑﻲ ﺷﺪه اﺳﺖ .اﻳﻦ ﻣﺸﻜﻞ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﮔﻴﺎﻫﺎن زراﻋﻲ )از ﺟﻤﻠﻪ ﺑﺮﻧﺞ( را در ﻣﺮاﺣﻞ ﻣﺨﺘﻠﻒ رﺷﺪ ﺑﺎ ﻣﺸﻜﻞ ﺟﺪﻳﺪ ﺧﺸﻚ ﺷﺪن و ﻧﺎﺑﻮدي ﻣﻮاﺟﻪ ﺳﺎزد ) Navvabian .(and Aghajani, 2012ﺷﻨﺎﺳﺎﻳﻲ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻠﻲ ﻛﻪ ﺑﺎ وﺟﻮد ﻣﻮاﺟﻪ ﺷﺪن ﺑﺎ ﺗﻨﺶ ﺑﺘﻮاﻧﻨﺪ ﺑﻪ رﺷﺪ ﺧﻮد اداﻣﻪ داده و ﻋﻤﻠﻜﺮد ﻗﺎﺑﻞ ﻗﺒﻮﻟﻲ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻛﻨﻨﺪ ،از اﻫﻤﻴﺖ زﻳﺎدي ﺑﺮﺧﻮردار اﺳﺖ .اﻧﺘﺨﺎب و ﺟﺪا ﻛﺮدن ژﻧﻮﺗﻴﭗﻫﺎي ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﺑﻪ دو روش ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ )ﺳﻨﺠﺶ ﻋﻤﻠﻜﺮد( و ﻏﻴﺮ ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ )ﺑﺮ اﺳﺎس ﺻﻔﺎت ﻣﻮرﻓﻮﻟﻮژﻳﻚ و ﻓﻴﺰﻳﻮﻟﻮژﻳﻚ ﻛﻪ ﺑﺎ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﻫﻤﺒﺴﺘﮕﻲ دارﻧﺪ( اﻧﺠﺎم ﺷﻮد. ﭘﺎﺳﺦﻫﺎي ﭘﻴﭽﻴﺪه ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﻪ ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻏﻴﺮزﻳﺴﺘﻲ ﺑﺎ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﻣﺘﻌﺪد و ﻣﺴﻴﺮﻫﺎي ﻣﻮﻟﻜﻮﻟﻲ و ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ ﮔﻮﻧﺎﮔﻮﻧﻲ ﻫﻤﺮاه اﺳﺖ .ﺑﺴﻴﺎري از اﻳﻦ ژنﻫﺎ ﺑﻪ ﺻﻮرت ﻣﺸﺘﺮك در ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺑﻴﺎن ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ .ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﺜﺎل، ﺑﺴﻴﺎري از ژنﻫﺎي دﺧﻴﻞ در ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﺗﻨﺶ ﺧﺸﻜﻲ و ﺳﺮﻣﺎ ﻫﻢ ﺑﻴﺎن ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ﻛﻪ ﺑﻴﺎﻧﮕﺮ وﺟﻮد ﻣﻜﺎﻧﻴﺰمﻫﺎي ﻣﺸﺎﺑﻪ در ﭘﺎﺳﺦ ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﻨﺶﻫﺎ اﺳﺖ .از ﻟﺤﺎظ ﺗﺌﻮري ،ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺗﻮﻟﻴﺪ ROSدر ﮔﻴﺎﻫﺎن را اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻲدﻫﺪ .اول اﻳﻨﻜﻪ :ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﺎ ﻛﺎﻫﺶ ﻫﺪاﻳﺖ روزﻧﻪاي ﺑﺮاي ﺟﻠﻮﮔﻴﺮي از ﻛﺎﻫﺶ ﺑﻴﺶ از ﺣﺪ آب ﮔﻴﺎه ،ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﭘﺎﺳﺦ ﻣﻲدﻫﻨﺪ .اﻳﻦ ﻛﺎر ﺑﻪ ﻧﻮﺑﻪ ﺧﻮد ﺑﺎﻋﺚ ﻛﺎﻫﺶ ﻏﻠﻈﺖ CO2 داﺧﻠﻲ ) (Ciو اﺣﻴﺎء آﻫﺴﺘﻪﺗﺮ CO2ﺗﻮﺳﻂ ﭼﺮﺧﻪ ﻛﺎﻟﻮﻳﻦ ﻣﻲﺷﻮد .اﻳﻦ ﭘﺎﺳﺦ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﺗﺨﻠﻴﻪ NADP+اﻛﺴﻴﺪﺷﺪه )ﻛﻪ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ ﭘﺬﻳﺮﻧﺪه ﻧﻬﺎﻳﻲ اﻟﻜﺘﺮون در PSIﻋﻤﻞ ﻣﻲﻛﻨﺪ( و اﻓﺰاﻳﺶ ﻧﺸﺖ اﻟﻜﺘﺮون ﺑﻪ O2و ﺗﺸﻜﻴﻞO2-
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ
ﻣﻲﺷﻮد .ﻋﻼوه ﺑﺮ اﻳﻦ ،ﺳﻤﻴﺖ Na+/Cl-ﻧﺎﺷﻲ از ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ اﻧﺘﻘﺎل اﻟﻜﺘﺮون ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰي را ﻣﺨﺘﻞ و ﻧﺸﺖ اﻟﻜﺘﺮوﻧﻲ ﺑﻪ ﺳﻤﺖ O2را ﺗﺤﺮﻳﻚ ﻛﻨﺪ ) Slesak et al., .(2002دوم اﻳﻨﻜﻪ :ﻛﺎﻫﺶ در ﻏﻠﻈﺖ CO2داﺧﻠﻲ ،ﺳﺮﻋﺖ واﻛﻨﺶﻫﺎي ﭼﺮﺧﻪ ﻛﺎﻟﻮﻳﻦ را ﻛﺎﻫﺶ داده و ﺗﻨﻔﺲ ﻧﻮري را ﺑﻪ وﻳﮋه در ﮔﻴﺎﻫﺎن C3اﻟﻘﺎء ﻣﻲﻛﻨﺪ .در ﻧﺘﻴﺠﻪ ﻣﻘﺪار زﻳﺎدي H2O2در ﭘﺮاﻛﺴﻲزوم ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻣﻲﺷﻮد .ﺳﻮم اﻳﻨﻜﻪ: -NADPHاﻛﺴﻴﺪاز ﻣﺘﺼﻞ ﺑﻪ ﻏﺸﺎء و دي آﻣﻴﻦ اﻛﺴﻴﺪاز آﭘﻮﭘﻼﺳﺘﻲ ﻃﻲ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻓﻌﺎل ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ و ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ در ﺳﺎﺧﺖ ROSﻛﻤﻚ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ) Hernandez et al., .(2001; Lin et al., 2001ﭼﻬﺎرم اﻳﻨﻜﻪ :ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺑﺎﻋﺚ اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻴﺰان ﺗﻨﻔﺲ و در ﻧﺘﻴﺠﻪ ﻧﺸﺖ اﻟﻜﺘﺮون ﺗﻨﻔﺴﻲ ﺑﻪ ﺳﻤﺖ O2ﻣﻲﺷﻮد ) ;Fry et al., 1986 .(Moser et al., 1991; Jeanjean et al., 1993 آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﻋﻤﺪه ﻣﻬﺎر ﻛﻨﻨﺪه ROSﻋﺒﺎرتاﻧﺪ از :ﺳﻮﭘﺮ اﻛﺴﻴﺪ دﻳﺴﻤﻮﺗﺎز ) (SODﻛﻪ O2-را ﺑﻪ H2O2ﺗﺒﺪﻳﻞ ﻣﻲﻛﻨﺪ و ﭘﺲ از آن اﻗﺪام ﻫﻤﺎﻫﻨﮓ ﻣﺠﻤﻮﻋﻪاي از ﭼﻬﺎر آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺗﺎﻻز ) ،(CATآﺳﻜﻮرﺑﺎت ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )،(APX ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (GPXو ﭘﺮوﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦﻫﺎ ) (Prxﺑﺎﻋﺚ اﺣﻴﺎ H2O2ﻣﻲﺷﻮد .ﺗﻤﺎم آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﻣﻬﺎرﻛﻨﻨﺪه ROSﻛﻪ ﺗﺎ ﺑﻪ ﺣﺎل ﺷﻨﺎﺳﺎﻳﻲ ﺷﺪهاﻧﺪ ،ﺗﻮﺳﻂ ژنﻫﺎي ﻫﺴﺘﻪاي ﺑﻪﻧﺤﻮي رﻣﺰ ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ﻛﻪ ﺑﺘﻮاﻧﻨﺪ ﺑﻪ ﻃﺮز ﻛﺎﻣﻼً ﺻﺤﻴﺤﻲ در اﺟﺰاي زﻳﺮﺳﻠﻮﻟﻲ ﻣﺨﺘﻠﻒ اﻧﺠﺎم وﻇﻴﻔﻪ ﻛﻨﻨﺪ ) .(Mittler et al., 2004در ﻛﻨﺎر آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪانﻫﺎي ﻏﻴﺮ آﻧﺰﻳﻤﻲ از ﺟﻤﻠﻪ اﺳﻴﺪ اﺳﻜﻮرﺑﻴﻚ )وﻳﺘﺎﻣﻴﻦ ،(C ﺗﻮﻛﻮﻓﺮول )وﻳﺘﺎﻣﻴﻦ (Eو ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ) ،(GSHآﻧﺰﻳﻢﻫﺎي آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﻧﻴﺰ ﺑﺎ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﺧﻮد ﺑﻪ ﺣﻔﻆ ﺳﻄﺢ ﺗﻌﺎدل و ﺣﺎﻟﺖ ﭘﺎﻳﺪار درون ﺳﻠﻮﻟﻲ ROSﻫﺎ ﻛﻤﻚ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ﻛﻪ اﻳﻦ اﻣﺮ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ رﺷﺪ ،ﻧﻤﻮ ،ﭼﺮﺧﻪ ﺳﻠﻮﻟﻲ ،ﺳﻴﮕﻨﺎﻟﻴﻨﮓ ﻫﻮرﻣﻮنﻫﺎ و ﭘﺎﺳﺦﻫﺎي ﻣﻨﺎﺳﺐ ﺑﻪ اﻧﻮاع ﻋﻮاﻣﻞ ﺗﻨﺶزاي زﻳﺴﺘﻲ و ﻏﻴﺮ زﻳﺴﺘﻲ ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ) ;Mittler et al., 2004 Foyer and Noctor, 2005; Van Breusegem and .(Dat, 2006
ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎ ﺷﺎﻣﻞ ﮔﺮوﻫﻲ از ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎي ﻏﻴﺮ اﻫﺪا ﻛﻨﻨﺪه ﺧﺎص ﻫﺴﺘﻨﺪ ﻛﻪ در آﻧﻬﺎ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﺷﺎﻳﻊﺗﺮﻳﻦ اﻫﺪا ﻛﻨﻨﺪه ﺑﻪ ﺣﺴﺎب ﻣﻲآﻳﺪ و از اﻳﻦرو اﻳﻦ دﺳﺘﻪ از ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎ ﺑﻪ ﻧﺎم ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎ ﺷﻬﺮت ﻳﺎﻓﺘﻪاﻧﺪ. PODsاﺣﻴﺎي H2O2را ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل )ﺑﻪ ﻋﻨﻮان ﻋﺎﻣﻞ ﻛﺎﻫﻨﺪه( اﻧﺠﺎم ﻣﻲدﻫﻨﺪ و ﺳﺎﻳﺮ ﻛﺎرﻛﺮدﻫﺎي اﻳﻦ ﮔﺮوه از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎ ﻫﻨﻮز ﻧﺎﻣﺸﺨﺺ ﻣﻲﺑﺎﺷﺪ ) Mika and Luthje,
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
GPXs .(2003و Prxsآﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﺟﺎﻳﮕﺰﻳﻦ ﺑﺮاي ﺣﺬف H2O2ﻫﺴﺘﻨﺪ .ﺷﻮاﻫﺪ اﺧﻴﺮ ﻧﺸﺎن داده اﺳﺖ ﻛﻪ ﺑﺮﺧﻲ از GPXﻫﺎ ﻧﻴﺰ ﻣﻤﻜﻦ اﺳﺖ در اﻟﻘﺎي اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء در ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﻧﻘﺶ داﺷﺘﻪ ﺑﺎﺷﺪ ) .(Miao et al., 2006در ﮔﻴﺎﻫﺎن Prxsﺑﻪ ﭘﻨﺞ زﻳﺮﮔﺮوه ﻃﺒﻘﻪﺑﻨﺪي ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ﻛﻪ ﻳﻜﻲ از آﻧﻬﺎ ﺑﻪ اﺷﺘﺒﺎه ﺑﻪ ﻧﺎم GPXsﻃﺒﻘﻪﺑﻨﺪي ﺷﺪه اﺳﺖ. Prxsﺑﻪ ﻃﻮر ﻋﻤﺪه در اﻧﺪاﻣﻚﻫﺎﻳﻲ ﻧﻈﻴﺮ ﻛﻠﺮوﭘﻼﺳﺖ و ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪري ﻣﻜﺎنﻳﺎﺑﻲ ﺷﺪهاﻧﺪ ،در ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ ﻫﻤﺘﺎﻳﺎن آﻧﻬﺎ را ﻧﻴﺰ ﻣﻲﺗﻮان در ﺳﻴﺘﻮزول ﻳﺎﻓﺖPrx .ﻫﺎ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎي ﻣﺒﺘﻨﻲ ﺑﺮ ﺗﻴﻮل ﻫﺴﺘﻨﺪ ﻛﻪ ﻗﺎدر ﺑﻪ ﻣﻬﺎر H2O2ﻣﻲﺑﺎﺷﻨﺪ ) .(Horling et al., 2002ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ ،ﺑﺎززاﻳﻲ Prxsﭘﺲ از ﻳﻚ واﻛﻨﺶ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن ،آﻧﻬﺎ را از رﻗﺎﺑﺖ ﺑﺎ ﺳﺎﻳﺮ ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦﻫﺎي ﻫﺪف ﺟﻬﺖ اﻫﺪاي اﻟﻜﺘﺮون ﺑﺎز ﻣﻲدارد .اﻳﻦ وﻳﮋﮔﻲ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺣﺴﮕﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء در ﻧﻈﺮ ﮔﺮﻓﺘﻪ ﺷﺪه اﺳﺖ ،ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ ﻣﺸﺨﺺ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ Prxsﻫﻤﺮاه ﺑﺎ GPXsﺑﻪﻋﻨﻮان ﺣﺴﮕﺮﻫﺎي اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء درون ﺳﻠﻮﻟﻲ ﻋﻤﻞ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ و ﻋﻤﻞ اﻧﺘﻘﺎل اﻃﻼﻋﺎت ﻣﻴﺰان ROS ﺳﻠﻮﻟﻲ را ﺑﻪ ﺷﺒﻜﻪ اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء اﻧﺠﺎم ﻣﻲدﻫﻨﺪ ) .(Foyer and Noctor, 2005اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎ ﻛﻨﺘﺮل و آﻏﺎز ﺳﻴﮕﻨﺎلدﻫﻲ ﺳﻠﻮﻟﻲ ﻣﻮﺛﺮ ﺑﺮ ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰ ،ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﻫﺴﺘﻪاي واﺑﺴﺘﻪ ﺑﻪ ﻛﻠﺮوﭘﻼﺳﺖ و ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪري و ﻓﻌﺎلﺳﺎزي آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﭼﺮﺧﻪ ﻛﺎﻟﻮﻳﻦ را ﺑﺮ ﻋﻬﺪه دارﻧﺪ ).(Dietz, 2008 ﺗﺼﻮر ﻣﻲﺷﻮد ﻛﻪ ﻫﻤﻪ اﻳﻦ ﻣﻮارد ﺑﺎ ﺷﺒﻜﻪﻫﺎي ﺗﻨﻈﻴﻢﻛﻨﻨﺪه اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء ارﺗﺒﺎط و ﺗﺪاﺧﻞ داﺷﺘﻪ ﺑﺎﺷﺪ. ﺑﺎ ﺗﻮﺟﻪ ﺑﻪ اﻫﻤﻴﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري و ﻧﻘﺶ آن در ﻛﺎﻫﺶ ﻋﻤﻠﻜﺮد داﻧﻪ ﮔﻴﺎﻫﺎن ،ﻣﻬﻨﺪﺳﻲ ﻣﻘﺎوﻣﺖ ﻳﺎ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﺎن داراي ﻣﺰاﻳﺎي ﺑﺴﻴﺎر ﻣﻬﻢ اﻗﺘﺼﺎدي اﺳﺖ .ﺑﻪ اﻳﻦ دﻟﻴﻞ ﺿﺮوري اﺳﺖ ﻣﻜﺎﻧﻴﺰمﻫﺎي ﻣﻮﻟﻜﻮﻟﻲ ﻣﻮﺛﺮ ﺑﺮ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻣﻮرد ﺑﺮرﺳﻲ و ﺗﺤﻠﻴﻞ ﻗﺮار ﮔﻴﺮﻧﺪ. اﺳﺘﺮاﺗﮋي اﺻﻠﻲ ﻣﻬﻨﺪﺳﻲ ژﻧﺘﻴﻚ ﺑﺮاي ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري، ﻣﻌﺮﻓﻲ ژنﻫﺎﻳﻲ اﺳﺖ ﻛﻪ ﺑﻪ ﻃﻮر ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ در اﻳﻦ وﻗﺎﻳﻊ دﺧﻴﻞ ﻫﺴﺘﻨﺪ .از اﻳﻦرو ،ﻣﻌﺮﻓﻲ ژنﻫﺎي ﻋﻤﺪه ﻣﻮﺛﺮ در ﻣﻘﺎوﻣﺖ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﻣﺮاﺣﻞ ﻣﺨﺘﻠﻒ رﺷﺪ ﮔﻴﺎه ﺑﺮﻧﺞ و ﻧﻴﺰ ﺷﻨﺎﺳﺎﻳﻲ ارﻗﺎم ﻣﻘﺎوم ﺑﻪ ﺷﻮري در ﺑﺮﻧﺞﻫﺎي ﺑﻮﻣﻲ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﮔﺎم ﻣﻮﺛﺮي در اﻓﺰاﻳﺶ ﻋﻤﻠﻜﺮد اﻳﻦ ﮔﻴﺎه ﻣﻬﻢ و اﺳﺘﺮاﺗﮋﻳﻚ ﺑﺎﺷﺪ ) .(Mittler et al., 2004ﻫﺪف از اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ ،ﺑﺮرﺳﻲ ﺑﻴﺎن ﭼﻨﺪ ژن ﻣﻬﻢ دﺧﻴﻞ در ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ارﻗﺎم ﺑﺮﻧﺞ اﻳﺮاﻧﻲ و ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ رﻓﺘﺎر آﻧﻬﺎ در ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺑﺎ ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ﺑﻪ ﺷﻮري ﺑﻮد.
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران
ﻣﻮاد و روشﻫﺎ ﺑﻪ ﻣﻨﻈﻮر ﺗﺤﻠﻴﻞ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي رﻣﺰﻛﻨﻨﺪه ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦﻫﺎي ﻛﺎرﻛﺮدي ﻣﺮﺗﺒﻂ ﺑﺎ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري ،ﺳﻨﺠﺶ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز و ﻣﻴﺰان H2O2ﺗﻮﻟﻴﺪ ﺷﺪه در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس و ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﺮﻧﺞ ،آزﻣﺎﻳﺸﻲ در ﻣﺤﻞ ﮔﻠﺨﺎﻧﻪ داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن در ﺳﺎل 1393ﺑﻪﺻﻮرت ﻓﺎﻛﺘﻮرﻳﻞ )ﺑﺎ دو ﻋﺎﻣﻞ ژﻧﻮﺗﻴﭗ و زﻣﺎن( در ﻗﺎﻟﺐ ﻃﺮح ﻛﺎﻣﻼً ﺗﺼﺎدﻓﻲ اﺟﺮا ﺷﺪ .ﻣﻮاد ﮔﻴﺎﻫﻲ آزﻣﺎﻳﺶ ﺗﻌﺪاد ﭼﻬﺎر رﻗﻢ
ﺑﺮﻧﺞ ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ )ﻳﻚ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻮﻣﻲ، ﻳﻚ رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ ،ﻳﻚ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ اﺻﻼح ﺷﺪه و ﻳﻚ رﻗﻢ ﺣﺴﺎس اﺻﻼح ﺷﺪه( ﺑﻮدﻧﺪ ﻛﻪ ﺑﻪ ﻫﻤﺮاه دو رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس )ﺑﻪ ﺗﺮﺗﻴﺐ FL478و (IR29ﺑﻪ روش ﮔﺮﻳﮕﻮرﻳﻮ و ﻫﻤﻜﺎران ) ،(Gregorio et al., 1997در ﻣﺮﺣﻠﻪ ﮔﻴﺎﻫﭽﻪاي ﻣﻮرد ارزﻳﺎﺑﻲ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ .ﻣﺸﺨﺼﺎت ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ در ﺟﺪول 1اراﻳﻪ ﺷﺪه اﺳﺖ.
ﺟﺪول -1ﻧﺎم ،ﻣﻨﺸﺄ و واﻛﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻮري ژﻧﻮﺗﻴﭗﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ در اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ Table 1. Name, origin and salinity reaction of the rice genotypes studied in this research
واﻛﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻮري
ﻣﻨﺸﺄ
Reaction to salinity ﻣﺘﺤﻤﻞ Tolereant ﻣﺘﺤﻤﻞ Tolereant
Origin
ﺑﻮﻣﻲ اﻳﺮان Iranian landrace
ﺣﺴﺎس Suceptible
ﺑﻮﻣﻲ اﻳﺮان Iranian landrace
ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ
ﻣﺘﺤﻤﻞ Tolereant ﺣﺴﺎس Suceptible ﺣﺴﺎس Suceptible
آﻣﻞ/ﺳﻨﮓ ﻃﺎرم Amol3/Sangetarom
ﻧﻌﻤﺖ
ﺷﻤﺎره
ژﻧﻮﺗﻴﭗ
Genotype
IR66946-3R-178-1-1
FL478
FL478
G1
ﺣﺴﻨﻲ
Hassani
G2
Anbarboo
G3
Nemat
G4
Khazar
G5
IR29
G6
ﺧﺰر IR36/TNAU4756 IR833-6-2//IR1561-149-1//IR24*4/ON
ﺑﺮاي ﺿﺪ ﻋﻔﻮﻧﻲ ﻛﺮدن ﺑﺬرﻫﺎ و ﺟﻠﻮﮔﻴﺮي از آﻟﻮدﮔﻲﻫﺎي اﺣﺘﻤﺎﻟﻲ ،ﺗﻌﺪاد ﻣﻮرد ﻧﻴﺎز ﺑﺬر اﺑﺘﺪا ﺑﻪ ﻃﻮر ﻛﺎﻣﻞ ﺑﺎ آب ﻣﻘﻄﺮ ﺷﺴﺘﻪ ﺷﺪه و ﭘﺲ از آن ﺑﻪ ﻣﺪت 20 دﻗﻴﻘﻪ در ﻣﺤﻠﻮل 10درﺻﺪ ﻫﻴﭙﻮﻛﻠﺮﻳﺖ ﺳﺪﻳﻢ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ. در ﭘﺎﻳﺎن اﻳﻦ ﻣﺪت ،ﺑﺬرﻫﺎي ﺿﺪ ﻏﻔﻮﻧﻲ ﺷﺪه ﺳﻪ ﺑﺎر و ﻫﺮ ﺑﺎر ﺑﻪ ﻣﺪت 5دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ آب ﻣﻘﻄﺮ ﺷﺴﺘﺸﻮ و ﺑﻪ ﭘﺘﺮي ﻣﻨﺘﻘﻞ ﺷﺪﻧﺪ .ﭘﺲ از ﺿﺪ ﻋﻔﻮﻧﻲ ،ﺑﺬرﻫﺎي ﻫﺮ ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺑﻪ ﭘﺘﺮيﻫﺎي ﺣﺎوي ﻛﺎﻏﺬ ﺻﺎﻓﻲ اﺳﺘﺮﻳﻞ ﻣﻨﺘﻘﻞ و ﺑﺮاي ﺟﻮاﻧﻪدار ﺷﺪن در اﺗﺎﻗﻚ ﻛﺸﺖ آزﻣﺎﻳﺸﮕﺎه ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي ﺑﺎ دﻣﺎي ﺛﺎﺑﺖ 28درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ. ﻛﺸﺖ در روز ﺷﺸﻢ داﺧﻞ ﮔﻠﺨﺎﻧﻪ ﺑﺎ دﻣﺎي ﺛﺎﺑﺖ 25درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس و دوره ﻧﻮري 14ﺳﺎﻋﺖ روﺷﻨﺎﻳﻲ و 10ﺳﺎﻋﺖ ﺗﺎرﻳﻜﻲ اﻧﺠﺎم ﮔﺮﻓﺖ و ﺑﺬرﻫﺎي ﺟﻮاﻧﻪدار در ﺷﺮاﻳﻂ ﻫﻴﺪروﭘﻮﻧﻴﻚ در ﻣﺤﻠﻮل ﻏﺬاﻳﻲ ﻳﻮﺷﻴﺪا ﻛﺸﺖ ﺷﺪﻧﺪ .در ﻃﻮل دوره ،دﻣﺎي ﻣﺤﻴﻂ ﺑﻴﻦ 24ﺗﺎ 30درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس ﺛﺎﺑﺖ ﻣﺎﻧﺪ .ﺑﻴﺴﺖ روز ﭘﺲ از ﻛﺸﺖ و در ﻣﺮﺣﻠﻪ ﺳﻪ ﺑﺮﮔﻲ، ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از ﻧﻤﻚ NaClﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري
IR29
Code
100ﻣﻴﻠﻲﻣﻮﻻر ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ .ﻧﻤﻮﻧﻪﮔﻴﺮي ﺟﻬﺖ ﺑﺮرﺳﻲ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎ در ﺷﺶ ﻣﺮﺣﻠﻪ زﻣﺎﻧﻲ ﺷﺎﻣﻞ ،24 ،12 ،6 ،3 48و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري اﻧﺠﺎم ﺷﺪ. ﻣﻘﺪار آب اﻛﺴﻴﮋﻧﻪ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از روش ﺟﺎﻧﺎ و ﭼﺎدوري ) (Jana and Choudhuri, 1981اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﺷﺪ .ﺑﺮاي اﻳﻦ ﻣﻨﻈﻮر 0/5 ،ﮔﺮم ﺑﺎﻓﺖ ﺑﺮﮔﻲ در 3ﻣﻴﻠﻲ ﻟﻴﺘﺮ ﺑﺎﻓﺮ ﻓﺴﻔﺎت ﺑﺎ pH = 6/8ﻫﻤﻮژن و ﻋﺼﺎره ﺣﺎﺻﻞ ﺑﻪ ﻣﺪت 25 دﻗﻴﻘﻪ در ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻮژ ) (Biochrom Libras12ﺑﺎ ﻧﻴﺮوي 12000دور در دﻗﻴﻘﻪ ﮔﺬاﺷﺘﻪ ﺷﺪ .ﺑﺮاي اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﻣﻴﺰان آب اﻛﺴﻴﮋﻧﻪ 3 ،ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮ از ﻋﺼﺎره ﺣﺎﺻﻞ ﺑﺮداﺷﺘﻪ و روي آن ﻳﻚ ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮ ﻛﻠﺮﻳﺪ ﺗﻴﺘﺎﻧﻴﻮم 0/1درﺻﺪ در اﺳﻴﺪ ﺳﻮﻟﻔﻮرﻳﻚ 20درﺻﺪ ) (v/vاﺿﺎﻓﻪ ﺷﺪ .ﭘﺲ از آن ،ﻣﺤﻠﻮل ﻓﻮق ﺑﻪ ﻣﺪت 15دﻗﻴﻘﻪ در داﺧﻞ ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻮژ ﺑﺎ ﻧﻴﺮوي 12000دور در دﻗﻴﻘﻪ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺖ و ﺳﭙﺲ ﻣﻴﺰان ﺟﺬب ﻣﺤﻠﻮل زرد رﻧﮓ ﺣﺎﺻﻠﻪ ﺑﻪ وﺳﻴﻠﻪ دﺳﺘﮕﺎه اﺳﭙﻜﺘﺮوﻓﺘﻮﻣﺘﺮ ) (Eppendorf 5804Rدر ﻃﻮل ﻣﻮج 410ﻧﺎﻧﻮﻣﺘﺮ ﺛﺒﺖ ﺷﺪ ) = 0/28 m.M-1.cm-1ﺿﺮﻳﺐ ﺧﺎﻣﻮﺷﻲ(.
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ
ﺑﺮاي اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (PODاز ﺑﺎﻓﺮ ﻓﺴﻔﺎت 50ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر ﺑﺎ pH = 7اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ .ﺑﺮگﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ ﺑﻪ ﻛﻤﻚ ﻧﻴﺘﺮوژن ﻣﺎﻳﻊ در ﻫﺎون ﭼﻴﻨﻲ ﭘﻮدر ﺷﺪﻧﺪ .ﻣﻘﺪار 0/5ﮔﺮم از ﭘﻮدر آﺳﻴﺎب ﺷﺪه ﺑﻪ ﻣﻴﻜﺮوﺗﻴﻮبﻫﺎي 2ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮي ﻣﻨﺘﻘﻞ ﺷﺪ و ﺑﺎ اﻓﺰودن ﻳﻚ ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮ از ﺑﺎﻓﺮ اﺳﺘﺨﺮاج ،ﻧﺨﺴﺖ ورﺗﻜﺲ ﺷﺪه و ﺳﭙﺲ ﺑﻪ ﻣﺪت 15دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ دور 14000دور در دﻗﻴﻘﻪ در دﻣﺎي 4 درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻴﻮژ ﺷﺪﻧﺪ .ﺑﺎ اﻧﺘﻘﺎل ﻋﺼﺎره روﻳﻲ ﺑﻪ ﻣﻴﻜﺮوﺗﻴﻮبﻫﺎي 1/5ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮي ﺑﻪ ﻣﺪت 10دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ دور 14000دور در دﻗﻴﻘﻪ در دﻣﺎي 4درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻴﻮژ و ﻋﺼﺎره روﻳﻲ ﺑﻪ ﻣﻴﻜﺮوﺗﻴﻮبﻫﺎي ﺑﺎ ﻫﻤﺎن ﺣﺠﻢ ﻣﻨﺘﻘﻞ ﺷﺪ و در ﻧﻬﺎﻳﺖ در ﻓﺮﻳﺰر -80درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس ﻧﮕﻬﺪاري ﺷﺪ ).(Beauchamp and Fridovich, 1971 ﺑﺮاي ﺳﻨﺠﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز واﺑﺴﺘﻪ ﺑﻪ ﮔﺎﻳﻜﻮل از روش ﭼﺎﻧﺲ و ﻣﺎﻫﻠﻲ )(Chance and Maehly, 1955 اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ .در اﻳﻦ روش از ﺑﺎﻓﺮ H2O2ﺑﺎ ﻏﻠﻈﺖ ﺛﺎﺑﺖ ) 225ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر( و ﺑﺎﻓﺮ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل در ﻏﻠﻈﺖﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ 60 ،45 ،30 ،15و 75ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ .ﺑﺮاي اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ،ﺑﺎﻓﺮ H2O2ﺑﻪ ﻣﻘﺪار 495ﻣﻴﻜﺮوﻟﻴﺘﺮ و ﺑﺎﻓﺮ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﺑﻪ ﻫﻤﺎن ﻣﻘﺪار در دﻣﺎي ﭘﺎﻳﻴﻦ )ﻇﺮف ﺣﺎوي ﻳﺦ( در ﻛﻮت ﻳﻚ ﻣﻴﻠﻲ ﻟﻴﺘﺮي ﻣﺨﻠﻮط و ﭘﺲ از اﺿﺎﻓﻪ ﻛﺮدن 10ﻣﻴﻜﺮوﻟﻴﺘﺮ ﻋﺼﺎره آﻧﺰﻳﻤﻲ ﺑﻪ اﻳﻦ ﻣﺨﻠﻮط ،ﻣﻘﺪار ﺟﺬب ﻧﻮر در ﻃﻮل ﻣﻮج 470ﻧﺎﻧﻮﻣﺘﺮ ﻃﻲ دو دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از دﺳﺘﮕﺎه اﺳﭙﻜﺘﺮوﻓﺘﻮﻣﺘﺮ ﻗﺮاﺋﺖ ﺷﺪ .در
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
ﻣﺤﻠﻮل ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻪ ﺟﺎي ﻋﺼﺎره آﻧﺰﻳﻤﻲ 10 ،ﻣﻴﻜﺮوﻟﻴﺘﺮ از ﺑﺎﻓﺮ ﻓﺴﻔﺎت 50ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر ) (pH= 7اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ. ﻫﻢزﻣﺎن RNA ،ﻛﻞ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از ﻛﻴﺖ اﺳﺘﺨﺮاج ﺷﺮﻛﺖ ﺳﻴﻨﺎژن ) ،(RNX- Plus Solutionاز رﻳﺸﻪﻫﺎي ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﻣﺮﺑﻮﻃﻪ اﺳﺘﺨﺮاج ﺷﺪ .ﻗﺒﻞ از ﺳﺎﺧﺖ cDNA اﺑﺘﺪا ﺗﻴﻤﺎر RNAﺑﺎ (Fermentas) DNaseاﻧﺠﺎم ﮔﺮﻓﺖ. ﺳﭙﺲ ﺑﺮاي ژنﻫﺎي ﻛﺪﻛﻨﻨﺪه آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (OsGPX1و ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ )OsPrx- (2Fﻣﻮﺟﻮد در ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪري ﺗﻮﺳﻂ ﺑﺮﻧﺎﻣﻪ Perl Primer ) (Marshal, 2004آﻏﺎزﮔﺮ ﻃﺮاﺣﻲ )ﺟﺪول (2و ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از دﺳﺘﮕﺎه (BioRad- C1000) Real-Time ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﻣﻮرد ﻧﻈﺮ ﺳﻨﺠﻴﺪه ﺷﺪ .در اﻳﻦ آزﻣﺎﻳﺶ ،از ﻣﺤﻠﻮل ﻣﺎدري Maxima ) Real Time PCR (SYBR Green/ROX qPCR Master Mixو ژن Ubiquitineﺑﻪﻋﻨﻮان ژن ﻣﺒﻨﺎ اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ )ﺟﺪول .(2 ﻧﺴﺒﺖ ﻣﻴﺰان روﻧﻮﻳﺴﻲ RNAﻫﺪف ﺑﻪ ﻣﻴﺰان روﻧﻮﻳﺴﻲ ﻳﻚ RNAﻣﺮﺟﻊ داﺧﻠﻲ ،ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن از راﺑﻄﻪ 1ارزﻳﺎﺑﻲ ﺷﺪ .ارزش ﻧﺮﻣﺎل ﺷﺪه اﻳﻦ ﻧﺴﺒﺖ ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از روش ΔΔCTﺑﺮاي ﻧﻤﻮﻧﻪﻫﺎ ﻣﺤﺎﺳﺒﻪ ﺷﺪ )رواﺑﻂ 2و :(3 =2 ΔΔCTﻣﻴﺰان ﺗﻐﻴﻴﺮ ﻧﺴﺒﻲ ﺑﻴﺎن ژن )(1 ΔΔCT = ΔCT treated – ΔCT untreated )(2 ΔCT= Ct target gene – Ct reference gene )(3 ﺑﺮاي رﺳﻢ ﻧﻤﻮدارﻫﺎي ﻣﺮﺑﻮط ﺑﻪ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﻣﻮرد ﻧﻈﺮ از ﻧﺮماﻓﺰار EXCELو ﺑﺮاي ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺎﻧﮕﻴﻦﻫﺎ از ﻧﺮماﻓﺰار SASاﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ.
ﺟﺪول -2ﺗﻮاﻟﻲ و ﺷﻤﺎره دﺳﺘﺮﺳﻲ آﻏﺎزﮔﺮﻫﺎي ﻣﻮرد اﺳﺘﻔﺎده در NCBI Table 2. Primers sequence and accession number in NCBI ﺷﻤﺎره دﺳﺘﺮﺳﻲ در NCBIﻃﻮل ﻗﻄﻌﻪ ﺗﻜﺜﻴﺮي دﻣﺎي ذوب ژن ﺗﻮاﻟﻲ آﻏﺎزﮔﺮ Amplified NCBI accession Gene Primer sequence )TM (◦C segment length number Ubq-F ´5´-ACCACTTCGACCGCCACTACT-3 54 157 XM_006644067.1 Ubq-R ´5´-ACGCCTAAGCCTGCTGGTT-3 ´OsPrx-2F-F 5´-GAAAGTGGTCATCTTCGGCC-3 55.5 134 XM_006643970.1 ´OsPrx-2F-R 5´-CCATTCAGGGCATAAGGGTC-3 ´OsGPX1-F 5´- AGCAACCTGCACTTATGCACT-3 52.4 189 AY100689.1 OsGPX-R ´5´CAGCAAGGAAATTTATTGACATGA-3
ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ،ﻣﺘﻐﻴﺮ و در زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد ،ﺑﻪﻧﺤﻮيﻛﻪ در ژﻧﻮﺗﻴﭗ
ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺷﺎﻫﺪ FL478ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در 6 ﺳﺎﻋﺖ و ﻛﻤﺘﺮﻳﻦ ﻣﻘﺪار ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در 48و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ )ﺷﻜﻞ ،(A-1در ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس ﺷﺎﻫﺪ IR29اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در
ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران
ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ ،ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻛﻤﻲ داﺷﺖ ،اﻣﺎ ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در زﻣﺎنﻫﺎي 48و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺛﺒﺖ ﺷﺪ )ﺷﻜﻞ .(B-1ﻧﻜﺘﻪ ﺟﺎﻟﺐ ﺗﻮﺟﻪ اﻳﻨﻜﻪ ﺑﺎ وﺟﻮد اﻳﻨﻜﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ PODدر رﻗﻢ IR29در ﺳﺎﻋﺎت اﺑﺘﺪاﻳﻲ ﺗﻨﺶ اﻧﺪك ﺑﻮد اﻣﺎ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﻣﺘﺤﻤﻞ در 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺗﻘﺮﻳﺒﺎً ﻳﻜﺴﺎن ﺑﻮد و در ﻣﺠﻤﻮع رﻗﻢ IR29ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﺑﻴﺸﺘﺮي ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ FL478از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن داد .ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ،ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در دو ژﻧﻮﺗﻴﭗ FL478و IR29در ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ژﻧﻮﺗﻴﭗ FL478در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ را داﺷﺖ و ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن از ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن ﻛﺎﺳﺘﻪ ﺷﺪ و ﻛﻤﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ ،در ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ وﺿﻌﻴﺖ در ژﻧﻮﺗﻴﭗ IR29ﻛﺎﻣﻼً ﺑﺮﻋﻜﺲ ﺑﻮد ،ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ ﺧﻴﻠﻲ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮ ﻧﺒﻮد ،وﻟﻲ ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در اﻧﺘﻬﺎي ﺗﻨﺶ در زﻣﺎنﻫﺎي 48و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺛﺒﺖ ﺷﺪ. ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ )ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ( از روﻧﺪ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ﻧﻮع ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻣﻲﻧﻤﻮدﻧﺪ .ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در دو ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ در ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﻨﻲ ﺑﺎ اﻳﻨﻜﻪ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ را داﺷﺖ ) 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ( ،وﻟﻲ در ﺳﺎﻋﺎت ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ ﻧﻴﺰ ﻫﻤﭽﻨﺎن ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ، ﺑﻪﻧﺤﻮي ﻛﻪ در 48و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻧﻴﺰ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ )ﺷﻜﻞ .(C-1ﺟﺎﻟﺐ ﺗﻮﺟﻪ اﻳﻨﻜﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در رﻗﻢ ﺣﺴﻨﻲ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ FL478ﺑﻮد .ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ ،روﻧﺪ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ را از رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ) (IR29در ﭘﻴﺶ ﮔﺮﻓﺖ .آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در اﻳﻦ رﻗﻢ ﺑﺎ وﺟﻮد اﻳﻨﻜﻪ ﻣﺜﻞ IR29در ﺳﺎﻋﺎت ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ را داﺷﺖ ،اﻣﺎ در ﺳﺎﻋﺎت 6و 12ﺳﺎﻋﺖ ﻧﻴﺰ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻣﻨﺎﺳﺒﻲ را از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن داد )ﺷﻜﻞ .(D-1از ﺟﻬﺘﻲ ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﺎ ﻧﻮع ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ ﻛﻪ ﻫﺮ دو رﻗﻢ در 12ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ،ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻳﻜﺴﺎﻧﻲ از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن دادﻧﺪ .ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﻧﻌﻤﺖ ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ دو رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ دﻳﮕﺮ ﺗﺎ ﺣﺪودي ﻣﺘﻤﺎﻳﺰ ﺑﻮد .ﺑﺮاي ﻣﺜﺎل ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در رﻗﻢ FL478ﺗﺎ 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺑﻮده و در 6
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪه اﺳﺖ اﻣﺎ از 12ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺑﻌﺪ روﻧﺪ ﺻﻌﻮدي و ﻧﺰوﻟﻲ ﻣﺘﻨﺎوﺑﻲ را از ﺧﻮد ﺑﻪ ﻧﻤﺎﻳﺶ ﮔﺬاﺷﺘﻪ اﺳﺖ .ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺤﻮ ﻛﻪ در 12و 48ﺳﺎﻋﺖ ﺣﺎﻟﺖ ﺻﻌﻮدي و ﺳﺮﻋﺖ آن ﺑﻪ 0/015ﻧﺰدﻳﻚ ﺷﺪه اﻣﺎ در 24و 72ﺳﺎﻋﺖ از ﺳﺮﻋﺖ ﻛﺎﺳﺘﻪ ﺷﺪه و ﺑﻪ 0/01رﺳﻴﺪه اﺳﺖ. اﻣﺎ در ﻧﻌﻤﺖ ﺑﻪ ﮔﻮﻧﻪ دﻳﮕﺮي ﺑﻮده اﺳﺖ .در اﻳﻦ رﻗﻢ درﺳﺖ اﺳﺖ ﻛﻪ ﻣﺜﻞ FL478ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻘﺪار ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ در 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻮده اﺳﺖ ،اﻣﺎ ﺑﺎ ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺳﺎﻋﺎت آﺗﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺘﻴﺠﻪ ﻣﻲرﺳﻴﻢ ﻛﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺘﻪ اﺳﺖ و در 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ 0/02 ﻧﺰدﻳﻚ ﺷﺪه اﺳﺖ .اﻣﺎ اﻳﻦ رﻗﻢ ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ﺣﺴﻨﻲ ﻧﻴﺰ از روﻧﺪ ﻣﺘﻔﺎوﺗﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻣﻲﻧﻤﻮد .در ﺣﺴﻨﻲ ﻧﻴﺰ )ﻣﺸﺎﺑﻪ (FL478 ﺗﺎ 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺑﻮده و در 6ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪه اﺳﺖ اﻣﺎ از 12ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺑﻌﺪ روﻧﺪ ﺻﻌﻮدي و ﻧﺰوﻟﻲ ﻣﺘﻨﺎوﺑﻲ را از ﺧﻮد ﺑﻪ ﻧﻤﺎﻳﺶ ﮔﺬاﺷﺘﻪ اﺳﺖ ،ﻫﺮﭼﻨﺪ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در ﺣﺴﻨﻲ در ﺳﺎﻋﺎت ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ FL478ﻣﻲﺑﺎﺷﺪ .رﻗﻢ ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﺣﺎﻟﺖ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ داﺷﺖ .ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺤﻮ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در رﻗﻢ ﺧﺰر از 3ﺗﺎ 48ﺳﺎﻋﺖ روﻧﺪ اﻓﺰاﻳﺸﻲ داﺷﺘﻪ اﺳﺖ و در 48ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪه اﺳﺖ اﻣﺎ در 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ از ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺳﺘﻪ ﺷﺪه اﺳﺖ .اﻣﺎ روﻧﺪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در IR29 ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد .در IR29ﺗﺎ 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻣﻘﺪار ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ اﻣﺎ در 12و 24ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ .ﺳﭙﺲ ﻣﺠﺪداً در 48و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ .ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﺣﺎﻟﺖ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ IR29 داﺷﺖ .ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺤﻮ ﻛﻪ ﺗﺎ 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻣﻘﺪار ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ ،اﻣﺎ در 12و 24ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ .ﻣﺠﺪداً در 48و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ )ﺷﻜﻞ .(F-1اﻳﻦ روﻧﺪ ﻣﺘﻔﺎوت در ارﻗﺎم ﻣﺨﺘﻠﻒ ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ ﻛﻪ ﮔﻴﺎﻫﺎن از ﻣﻜﺎﻧﻴﺴﻢﻫﺎي آﻧﺰﻳﻤﻲ و ﻏﻴﺮ آﻧﺰﻳﻤﻲ ﻣﺘﻌﺪدي در ﺗﺤﻤﻞ ﻳﺎ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري اﺳﺘﻔﺎده ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ و اﮔﺮﭼﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻴﺸﺘﺮ ﺑﻮد ،اﻣﺎ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﺎ ﺑﻪﻛﺎرﮔﻴﺮي ﺳﺎﻳﺮ اﺟﺰاي دﻓﺎع آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري را در ﺧﻮد اﻓﺰاﻳﺶ دﻫﻨﺪ.
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
B
A
ﺳﺮﻋﺖ
ﺳﺮﻋﺖ
)V (mmol/s
)V (mmol/s
ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا )S (mmol
ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا )S (mmol
C
D
ﺳﺮﻋﺖ
ﺳﺮﻋﺖ
)V (mmol/s
)V (mmol/s
ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا )S (mmol
ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا )S (mmol
E
F
ﺳﺮﻋﺖ
ﺳﺮﻋﺖ
)V (mmol/s
)V (mmol/s
ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا )S (mmol
ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا )S (mmol
ﺷﻜﻞ -1ﺳﺮﻋﺖ واﻛﻨﺶ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ﻏﻠﻈﺖﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا در زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ) (Aژﻧﻮﺗﻴﭗ (B) ،FL478ژﻧﻮﺗﻴﭗ ،IR29 ) (Cژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﻨﻲ (D) ،ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ (E) ،ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﻧﻌﻤﺖ (F) ،ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺧﺰر Figure 1. Diagramon of peroxidase reaction rate at different times in different substrate concentrations: (A) FL478, (B) IR29, (C) Hassani, (D) Anbarboo, (E) Nemat, (F) Khazar
ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻦ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )(OsGPX1 ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ رﻗﻢ
FL478در 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ و ﺳﭙﺲ در زﻣﺎنﻫﺎي 48 ،24 ،12و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران
ﺗﻨﺶ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻣﻌﻨﻲداري ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ )ﺷﻜﻞ .(A-2ﺑﻴﺎن ژن OsGPX1در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس IR29ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ اﺑﺘﺪا اﻧﺪﻛﻲ اﻓﺰاﻳﺶ و ﺳﭙﺲ ﻛﺎﻫﺶ ﭘﻴﺪا ﻛﺮد ،ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ در زﻣﺎن 6و 12 ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺧﻮد رﺳﻴﺪ )ﻫﺮﭼﻨﺪ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ رﻗﻢ FL478در ﻫﻤﻴﻦ زﻣﺎن ﺑﺴﻴﺎر ﻧﺎﭼﻴﺰ ﺑﻮد( و ﭘﺲ از آن ﻣﺠﺪداً ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در زﻣﺎن 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻗﻞ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ .ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در دو رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻫﺮ ﭼﻨﺪ اﻳﻦ ژن در ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﻣﺘﺤﻤﻞ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ ﺑﻴﺎن ﺷﺪ ،اﻣﺎ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﺴﻴﺎر ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﺗﻔﺎوت آﻧﻬﺎ ﻣﻌﻨﻲدار ﺑﻮد .ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ ژن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در اﻳﻦ دو رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ارﻗﺎم اﻳﺮاﻧﻲ ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻘﺪار ﺑﻴﺎن آن در
ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ
زﻣﺎن
The relative expression
ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ
The relative expression
ﺣﺴﻨﻲ
A
زﻣﺎن
Time
Time
ﺧﺰر
The relative expression
ﻧﻌﻤﺖ
ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ
C
زﻣﺎن
ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ
B
ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ ﺑﺴﻴﺎر ﻛﻤﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ )ﺑﻪ ﺗﺮﺗﻴﺐ %20و (%15ﺑﻮد .ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ اﻳﻦ ارﻗﺎم داراي اﻟﮕﻮي ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﺑﻮدﻧﺪ، ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ رﻗﻢ ﺣﺴﻨﻲ در 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ و ﭘﺲ از آن ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ ،ﻫﺮ ﭼﻨﺪ ﻛﻪ در 24ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻧﻴﺰ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﺧﻔﻴﻔﻲ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ .در ﻣﻘﺎﺑﻞ ،ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ اﺑﺘﺪا ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ اﻓﺰاﻳﺶ و ﭘﺲ از آن ﻛﺎﻫﺶ ﭘﻴﺪا ﻛﺮد ،ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ ﺷﻮري از 3ﺗﺎ 12ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻴﺎن ژن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در 12ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ، ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن ﺑﻪ ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﺣﺪ ﺧﻮد رﺳﻴﺪ و ﺳﭙﺲ ﻣﺠﺪداً ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ )ﺷﻜﻞ .(B-2
Time
ﺷﻜﻞ -2اﻟﮕﻮي ﺑﻴﺎن ژن OsGPX1ﺑﺎ روش Real time PCRﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ .A .ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم FL478و .B ،IR29ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ .C ،ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر Figure 2. The pattern of OsGPX1 expression using Real-time PCR under salt stress in rice seedlings. Gene expression in A. FL478 and IR29, B. Hassani and Anbarboo, C. Nemat and Khazar
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ
ﺑﺮرﺳﻲ ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻦ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (OsGPX1در ارﻗﺎم اﺻﻼح ﺷﺪه ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر در 6 ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ و ﭘﺲ از آن ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي در ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ .ﻧﻜﺘﻪ ﻣﻬﻢ در ﻣﻮرد ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در اﻳﻦ دو رﻗﻢ اﺻﻼح ﺷﺪه ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس اﻳﻦ ﺑﻮد ﻛﻪ ﺑﺮ ﺧﻼف ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ و ﺑﻮﻣﻲ ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ،ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن در رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺧﺰر در زﻣﺎنﻫﺎي 12 ،6و 48 ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﻧﻌﻤﺖ ﺑﻮد ،ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ اﺧﺘﻼف ﺑﻴﺎن ژن در اﻳﻦ دو رﻗﻢ در زﻣﺎنﻫﺎي 12و 48ﺳﺎﻋﺖ ﻣﻌﻨﻲدار ﺑﻮد ،اﻣﺎ در 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺗﻔﺎوت آﻧﻬﺎ ﻣﻌﻨﻲدار ﻧﺒﻮد )ﺷﻜﻞ .(C-2 ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ) (OsPrx-2Fﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ رﻗﻢ FL478در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﻜﺮد ،اﻣﺎ در ﺳﺎﻋﺎت ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ ) 72ﺳﺎﻋﺖ( ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ )ﺷﻜﻞ .(A-3در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس IR29ﻧﻴﺰ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در دو ﻣﻘﻄﻊ زﻣﺎﻧﻲ 24و 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ و در ﺳﺎﻳﺮ زﻣﺎنﻫﺎ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﻜﺮد ،اﻣﺎ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ FL478ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﻛﻤﺘﺮ ﺑﻮد .ﺑﺮ اﺳﺎس ﻣﺸﺎﻫﺪات ،ﻫﺮ ﭼﻨﺪ اﻳﻦ ژن در ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﻣﻘﺎوم در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﻴﺎن ﺷﺪ ،اﻣﺎ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن در رﻗﻢ ﻣﻘﺎوم ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﺴﻴﺎر ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺑﻮد .از ﻃﺮف دﻳﮕﺮ ،ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ اﻳﻦ ژن در اﻳﻦ دو رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻮد )ﺷﻜﻞ .(A-3ارﻗﺎم ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ اﻟﮕﻮي ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ داﺷﺘﻨﺪ .ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻗﻢ ﺣﺴﻨﻲ از روﻧﺪي اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻛﺮد .ﺑﻪﻧﺤﻮي ﻛﻪ ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ )ﺷﻜﻞ .(B-3در رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ اﻓﺰاﻳﺶ ﭘﻴﺪا ﻛﺮد و در 48ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ،ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن ﺑﻪ ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﺣﺪ ﺧﻮد رﺳﻴﺪ ،اﻣﺎ ﻣﺠﺪداً در اﻧﺘﻬﺎ اﻳﻦ ﻣﻘﺪار ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ )ﺷﻜﻞ .(B-3 ﺑﺮرﺳﻲ ﺑﻴﺎن ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ در ارﻗﺎم ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ اﮔﺮﭼﻪ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﻃﻲ دوره اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در اﻳﻦ دو رﻗﻢ اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ ،اﻣﺎ اﻟﮕﻮي ﺑﻴﺎن ژن در آﻧﻬﺎ اﻧﺪﻛﻲ ﻣﺘﻔﺎوت از ﺳﺎﻳﺮ ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻮد .ﺑﺮرﺳﻲ ﻧﺘﺎﻳﺞ ﺗﺤﻘﻴﻖ ﺣﺎﺿﺮ ﻧﺸﺎن
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
داد ﻛﻪ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻗﻢ ﻧﻌﻤﺖ در ﻛﻞ دوره اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ از روﻧﺪ ﻛﺎﻣﻼً اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺑﺮﺧﻮردار ﺑﻮد ،ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ در 24و 48ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ،ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻓﺰاﻳﺶ دو ﺑﺮاﺑﺮي ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن داد و در اﻧﺘﻬﺎ در 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ )ﺷﻜﻞ .(C-3ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ ،ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ از 3ﺗﺎ 12ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ دﭼﺎر ﺗﻐﻴﻴﺮات ﻧﻮﺳﺎﻧﻲ ﺑﻮد، اﻣﺎ در 24و 48ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻴﺰان ﺧﻮد رﺳﻴﺪ و ﻣﺠﺪداً ﭘﺲ از ﮔﺬﺷﺖ 72ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻴﺎن ژن ﻛﺎﻫﺶ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي داﺷﺖ .ﻧﻜﺘﻪ ﺟﺎﻟﺐ ﺗﻮﺟﻪ اﻳﻨﻜﻪ ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه در زﻣﺎن 24و 48 ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻮد ،اﻣﺎ اﻳﻦ ﺗﻔﺎوت در زﻣﺎن 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﺮﻋﻜﺲ و ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﺴﻴﺎر ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد )ﺷﻜﻞ .(C-3 ﺗﻐﻴﻴﺮات ﻣﻘﺪار H2O2در ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ در ﺷﻜﻞ 4اراﻳﻪ ﺷﺪه اﺳﺖ .ﻫﻤﺎنﻃﻮر ﻛﻪ ﺑﻪ ﺧﻮﺑﻲ در اﻳﻦ ﺷﻜﻞ ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داده ﺷﺪه اﺳﺖ ،ﻣﻘﺪار H2O2در ارﻗﺎم ﻣﺨﺘﻠﻒ و در زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺗﻘﺮﻳﺒﺎً ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد. ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﺜﺎل در رﻗﻢ FL478ﻣﻴﺰان H2O2ﺗﺎ 6ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ ﻧﺸﺎن داد و ﭘﺲ از آن ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن ،ﻣﻘﺪار H2O2ﻛﺎﻫﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي داﺷﺖ ،در ﺣﺎﻟﻲﻛﻪ در دو رﻗﻢ ﻣﻘﺎوم ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ وﺿﻌﻴﺖ ﻛﻤﻲ ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد .ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﺜﺎل در رﻗﻢ ﺣﺴﻨﻲ ﻣﻴﺰان H2O2ﺗﺎ 12ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ و ﭘﺲ از آن ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن ﻛﺎﻫﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي ﻳﺎﻓﺖ .در رﻗﻢ ﻣﻘﺎوم ﻧﻌﻤﺖ ﻧﻴﺰ ﭼﻨﻴﻦ وﺿﻌﻴﺘﻲ ﺣﺎﻛﻢ ﺑﻮد .در اﻳﻦ رﻗﻢ ﻣﻴﺰان H2O2ﺗﺎ 12ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ ،اﻣﺎ اﻳﻦ ﻣﻴﺰان در 24ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﺪاﺷﺖ و ﭘﺲ از ﻛﺎﻫﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي را ﻧﺸﺎن داد .در ﻣﻘﺎﺑﻞ، رﻓﺘﺎر ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس از ﻧﻈﺮ H2O2ﻣﺘﻐﻴﺮ ﺑﻮد .ﺑﺪﻳﻦ ﺷﻜﻞ ﻛﻪ در رﻗﻢ IR29ﻣﻴﺰان H2O2ﺗﺎ 48ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ و در 72ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻜﻞ ﺧﻔﻴﻔﻲ ﻛﺎﻫﺶ داﺷﺖ .در رﻗﻢ ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﻣﻴﺰان H2O2ﺗﺎ 24 ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ و از 48ﺳﺎﻋﺖ ﻣﻘﺪار آن ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ .در ﺑﻴﻦ ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس رﻗﻢ ﺧﺰر از ﻫﻴﭻ روﻧﺪ ﺧﺎﺻﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻧﻜﺮد .در اﻳﻦ رﻗﻢ از ﺳﺎﻋﺎت اﺑﺘﺪاﻳﻲ ﺗﺎ ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﻣﻘﺪار H2O2اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﻫﻴﭻ ﻛﺎﻫﺸﻲ در ﻣﻘﺪار آن ﻣﺸﺎﻫﺪه ﻧﺸﺪ.
ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ
A
B ﺣﺴﻨﻲ
The relative expression
The relative expression
ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ
1395 ﺑﻬﺎر/ ﺷﻤﺎره اول/ دوره ﺷﺸﻢ/ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت
The relative expression
ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ
Time
ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ
زﻣﺎن
Time
زﻣﺎن
C ﻧﻌﻤﺖ
ﺧﺰر
Time
زﻣﺎن
،IR29 وFL478 ( ارﻗﺎمA . ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞReal time PCR ﺑﺎ روشOsPrx-2F اﻟﮕﻮي ﺑﻴﺎن ژن-3 ﺷﻜﻞ .( ارﻗﺎم ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰرC ،( ارﻗﺎم ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮB
H2O2 (µmol g-1 DW)
Figure 3. The pattern of OsPrx-2F expression using Real-time PCR under salt stress in rice seedlings. A: FL478 and IR29, B: Hassani and Anbarboo, C: Nemat and Khazar.
ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞH2O2 اﻟﮕﻮي رﻓﺘﺎر-4 ﺷﻜﻞ Figure 4. H2O2 behavior under salt stress in the rice seedlings
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ
ﺑﺤﺚ در اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻋﻮاﻣﻞ ﺳﻢزداي ROS
ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺖ .ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﺗﻤﺎﻣﻲ ارﻗﺎم ﺑﻪ ﺷﺪت اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ .در ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻗﺒﻠﻲ ﻣﺸﺨﺺ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ﻣﺘﺎﺑﻮﻟﻴﺴﻢ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن، ﺑﻴﻮﺳﻨﺘﺰ دﻳﻮاره ﺳﻠﻮﻟﻲ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﺎ ﺗﺴﺮﻳﻊ آﺧﺮﻳﻦ ﻣﺮﺣﻠﻪ از ﺳﻨﺘﺰ ﻟﻴﮕﻨﻴﻦ و ﺳﻮﺑﺮﻳﻦ ،ﻧﻘﺶ اﻳﻔﺎ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ) Quiroga et .(al., 2000ﺷﻮري ﺑﺎ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﻣﻮﺟﺐ اﻟﻘﺎء ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻣﻲﺷﻮد .ﻣﺎﻧﻨﺪ اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ،ﺑﺴﻴﺎري از ﻣﺤﻘﻘﻴﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧـﺰﻳﻢ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ ﻋﺎﻣﻞ ﻛﻠﻴﺪي ﺟﻬﺖ ﺣﻔﺎﻇﺖ ﮔﻴﺎﻫﺎن در ﻣﻘﺎﺑﻞ ﺗـﻨﺶﻫـﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ ﻋﻨﻮان ﻧﻤﻮدهاﻧﺪ .اﺷﺮف و ﻋﻠﻲ )(Ashraf and Ali, 2005 ﻣﺸﺎﻫﺪه ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ ﺗﻨﺶ ﺷـﻮري ﺳـﺒﺐ اﻓـﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ﺑـﺮگ ﻛﻠـﺰا و ﻛـﺎﻫﺶ آﺛﺎر ﻣﺨـﺮب ﺗـﻨﺶ ﺷﻮري ﺷﺪ .ﻣﻠﻮﻧﻲ و ﻫﻤﻜﺎران ) Meloni et al., (2008ﺑـﺎ ﻣﻄﺎﻟﻌـﻪ ﭘﻨﺒـﻪ در ﺷـﺮاﻳﻂ ﺗـﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺗﺤـﺖ ﺗـﺄﺛﻴﺮ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان H2O2و ﻛﺎﻫﺶ ﺗﺨﺮﻳﺐ ﻏﺸﺎﻫﺎي ﺳﻠﻮﻟﻲ و آﺳـﻴﺐ دﻳـﺪﮔﻲ ﮔﻴﺎه ﭘﻨﺒﻪ ﺷﺪ. در آزﻣﺎﻳﺶ ﺣﺎﺿﺮ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري در ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺑﺎ ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ،در ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﺳـﻄﺢ ﺗـﻨﺶ ﺷﻮري ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز و ﻛﻤﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان H2O2را داﺷﺘﻨﺪ .ﺳﺎرﻳﺎم و ﻫﻤﻜﺎران )(Sariam et al., 2004 ﮔﺰارش ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ ﺗﺠﻤـﻊ ﻳﻮن ﺳﺪﻳﻢ ﺗﺤﺖ ﺗﺄﺛﻴﺮ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ارﻗﺎم ﮔﻨﺪم ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ اﻓـﺰاﻳﺶ ﺗﺨﺮﻳﺐ ﻏﺸﺎﻫﺎي ﺳﻠﻮﻟﻲ ﺷﺪ ،در ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻧﺸﺎن داده اﺳﺖ ﻛـﻪ آﻧـﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻧﻘﺶ ﺑﻪﺳﺰاﻳﻲ در ﻛﺎﻫﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ رادﻳﻜـﺎلﻫـﺎي آزاد اﻛﺴـﻴﮋن ﻧﺎﺷﻲ از ﺗﻨﺶ ﺷﻮري و ﺗﺠﻤﻊ ﻳﻮن ﺳﺪﻳﻢ در ﺑـﺮگ و رﻳﺸﻪ ﮔﻴﺎﻫـﺎن زراﻋـﻲ دارد .در اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ ﻧﻴﺰ آﻧﺰﻳﻢ PODدر رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺳﺮﻳﻊﺗﺮ از رﻗﻢ ﺣﺴﺎس اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ داﺷﺖ .ﺑﻪ ﻃﻮر ﺣﺘﻢ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺎﺳﺨﻲ از ﺟﺎﻧﺐ ﮔﻴﺎه ﺑﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ROSﻫﺎ اﺳﺖ .اﻟﺒﺘﻪ ﺑﺎﻳﺪ ﺗﻮﺟﻪ داﺷﺖ ﻛﻪ ﻣﻜﺎﻧﻴﺴﻢﻫﺎي آﻧﺰﻳﻤﻲ و ﻏﻴﺮ آﻧﺰﻳﻤﻲ ﻣﺘﻌﺪدي در ﻣﻘﺎوﻣﺖ ﻳﺎ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري دﺧﺎﻟﺖ دارﻧﺪ .ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ PODﺑﻪ ﻋﻨﻮان ﻳﻜﻲ از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي اﺻﻠﻲ در ﺳﻢ زداﻳﻲ ) ROSsﺑﻪ ﻃﻮر ﺧﺎص (H2O2ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ ﺑﻪ وﻳﮋه ﺷﻮري اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻲﻳﺎﺑﻨﺪ ) ;Vaidyanathan, et al., 2003 .(Kumar, et al., 2009ﺑﺎ ﺗﻮﺟﻪ ﺑﻪ ﻧﻘﺶ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
ﻣﻘﺎﺑﻞ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ ﻣﻲﺗﻮان اﺳﺘﻨﺒﺎط ﻛﺮد ﻛﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﺎﻋﺚ ﻛﺎﻫﺶ آﺛﺎر ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ و ﺑﻬﺒﻮد وﺿﻌﻴﺖ ﮔﻴﺎه در ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﻣﻲﺷﻮد ) Sairam, .(et al., 2002ﻣﺤﻘﻘﻴﻦ دﻳﮕﺮ ﻧﻴﺰ ﮔﺰارش ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ در ﻧﺘﻴﺠﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﺳﻴﺴﺘﻢ دﻓﺎع آﻧﺰﻳﻤﻲ آﻧﺘﻲ اﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﺑﻬﺒﻮد ﻳﺎﺑﺪ ) Hernandez et .(al., 2003; Stepien and Klobus, 2005 ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ دو ژن Prxو GPXﻧﻴﺰ در اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ GPXs .و Prxsآﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﺟﺎﻳﮕﺰﻳﻦ ﺑﺮاي ﺣﺬف H2O2ﻫﺴﺘﻨﺪ .ﻋﻤﻠﻜﺮد اﺻﻠﻲ GPXsاﺣﻴﺎي ﻓﺴﻔﻮﻟﻴﭙﻴﺪ ﻫﻴﺪروﻛﺴﻲ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪ ﺑﻪ ﺷﻜﻞ اﻟﻜﻞ ﻣﺮﺑﻮﻃﻪ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از ﺗﻴﻮردوﻛﺴﻴﻦﻫﺎ ) (TRXﺑﻪﻋﻨﻮان اﻫﺪا ﻛﻨﻨﺪه اﻟﻜﺘﺮون ﻣﻲﺑﺎﺷﺪ ) .(Navrot et al., 2006اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎ ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ H2O2را در ﭼﺮﺧﻪ آﺳﻜﻮرﺑﺎت -ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﻧﻴﺰ ﻣﻬﺎر ﻛﻨﻨﺪ ) .(Foyer et al., 1997در اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ،ﻣﻴﺰان ﭘﺮوﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد .در ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻗﺒﻠﻲ ﻧﻴﺰ ﺑﺮاي ،Prxs ﻧﻘﺶﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻔﻲ در ﺳﻠﻮلﻫﺎﻳﻲ ﻛﻪ در ﻣﻌﺮض ﺗﻨﺶﻫﺎي زﻳﺴﺘﻲ و ﻏﻴﺮ زﻳﺴﺘﻲ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻪاﻧﺪ ﺗﻌﻴﻴﻦ ﺷﺪه اﺳﺖ .ﺑﻪ ﻃﻮر ﺧﺎص ،ﻋﻤﻠﻜﺮد آﻧﻬﺎ ،دﻓﺎع آﻧﺘﻲ اﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ،ﺳﻢزداﻳﻲ ROSو ،RNSاﻟﻘﺎي ﻋﻼﻣﺖ در ﺣﻴﻦ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ و دﻓﺎع در ﺑﺮاﺑﺮ ﻋﻮاﻣﻞ ﺑﻴﻤﺎريزاي ﮔﻴﺎﻫﻲ اﺳﺖ ) Rouhier .(and Jacquot, 2005; Tripathi et al., 2009 ﺑﺎزﺳﺎزي ﺷﻜﻞ اﺣﻴﺎء ﺷﺪه Prxﺗﻮﺳﻂ ﺳﻴﺴﺘﻢﻫﺎي اﺣﻴﺎء ﻛﻨﻨﺪه ﻣﺨﺘﻠﻒ )ﺷﺎﻣﻞ ،Grx ،Trxﺳﻴﻜﻠﻮﻓﻴﻦ در ﺳﻴﺴﺘﻢﻫﺎي ﻳﻮﻛﺎرﻳﻮﺗﻴﻚ و AhpFو AhpDدر ﺑﺎﻛﺘﺮيﻫﺎ( اﻧﺠﺎم ﻣﻲﮔﻴﺮد و از اﻳﻦرو ﺟﺎي ﺗﻌﺠﺐ ﻧﺪارد ﻛﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ ژن در ﮔﻴﺎه در ﺣﻴﻦ ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﺑﺪ ) Tripathi et al., 2009; Bhatt and Tripathi, 2011; Fomenko et .(al., 2011در ﻣﺠﻤﻮع ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري ﻣﻴﺰان
ﺑﻴﺎن ژن Prxﺑﻴﺸﺘﺮي از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن دادﻧﺪ .اﻳﻦ ﻣﺴﺎﻟﻪ را ﻣﻲﺗﻮان ﺑﻪ ﻧﻘﺶ اﻳﻦ ژن در ﻛﺎﻫﺶ ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦ ATPﺳﻨﺘﺎز، ﻛﺎﻫﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن اﺳﻜﻮرﺑﻴﺖ و ﻛﺎﻫﺶ ﺗﺨﺮﻳﺐ ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦﻫﺎي ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪرﻳﺎﻳﻲ و ﻛﻠﺮوﭘﻼﺳﺘﻲ در ﺣﻴﻦ ﺗﻨﺶ ﻧﺴﺒﺖ داد ) Baier and Diekz, 1999; Baier et al., .(2000اﻳﻦ ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ ﻛﻪ ﺳﻴﺴﺘﻢ دﻓﺎﻋﻲ ﮔﻴﺎه ﻧﻴﺎز ﺑﻪ ﺳﻄﺢ ﺑﺎﻻﻳﻲ از Prxﺟﻬﺖ ﻣﺤﺎﻓﻈﺖ از ﺳﻠﻮلﻫﺎ در ﻣﻘﺎﺑﻞ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ دارد و ﻳﻜﻲ از ﻋﻮاﻣﻞ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ،ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان Prxدر ﺳﻠﻮلﻫﺎي ﮔﻴﺎﻫﻲ اﺳﺖ .ﺑﺮ اﺳﺎس ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت اﺧﻴﺮ ،اﻋﻀﺎي ﺧﺎﻧﻮاده ،Prxﭘﺮوﺗﺌﻴﻦ ﭼﻨﺪ
ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران
ﻣﻨﻈﻮرهاي را رﻣﺰﮔﺬاري ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ﻛﻪ ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ ﺑﻪ ﻋﻨﻮان ﺗﻨﻈﻴﻢﻛﻨﻨﺪه اﻧﺘﻘﺎل ﻋﻼﻣﺖ ،ﭼﭙﺮونﻫﺎي ﻣﻮﻟﻜﻮﻟﻲ و ﺗﻨﻈﻴﻢ ﻛﻨﻨﺪه ﭘﺎﺳﺦ ﺑﻪ آﺳﻴﺐ ﺑﻪ DNAﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﻣﺨﻤﺮ و ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻋﻤﻞ ﻛﻨﻨﺪ ) Morgan and Veal, .(2007; Fomenko et al., 2011 ﻧﺘﺎﻳﺞ اﻳﻦ آزﻣﺎﻳﺶ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (OsGpxدر رﻳﺸﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد ﻛﻪ وﺳﻌﺖ ﻋﻤﻞ و اﻫﻤﻴﺖ اﻳﻦ ژن را ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ .ﺑﺎ ﺗﻮﺟﻪ ﺑﻪ اﻧﺤﺼﺎري ﺑﻮدن ﻧﻘﺶ اﻳﻦ ژن در اﺣﻴﺎء ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ ﻓﺴﻔﻮﻟﻴﭙﻴﺪ ﻫﻴﺪروژﻧﺎز و ﻛﻤﭙﻠﻜﺲ ﻫﻴﺪروﭘﺮوﻛﺴﻲ ﺑﺮاي ﺣﻔﺎﻇﺖ ﻏﺸﺎي ﺳﻠﻮﻟﻲ در ﺑﺮاﺑﺮ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ )از اﻳﻦروGPX ،ﻫﺎ ﻏﺸﺎي ﺳﻠﻮﻟﻲ را از آﺳﻴﺐ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ ﻣﺼﻮن ﻧﮕﻪ داﺷﺘﻪ و از اﻳﻦ ﻃﺮﻳﻖ ﺗﻤﺎﻣﻴﺖ ﺳﻠﻮل را ﺣﻔﻆ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ( ،ﮔﺴﺘﺮدﮔﻲ ﺣﻀﻮر اﻳﻦ ژن در اﻧﺪامﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺗﻮﺟﻴﻪﭘﺬﻳﺮ ﺑﻪ ﻧﻈﺮ ﻣﻲرﺳﺪ .آﻧﻬﺎ ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ ﺑﺎ ﻣﻬﺎر ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪ در ﭘﺎﺳﺦ ﺑﻪ ﻫﺮ دو ﺗﻨﺶ زﻳﺴﺘﻲ و ﻏﻴﺮ زﻳﺴﺘﻲ ﻧﻘﺸﻲ اﺳﺎﺳﻲ اﻳﻔﺎ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ) Navrot et al., .(2006اﻳﻦ ﻣﻮﺿﻮع در ﺳﺎﻳﺮ ﭘﮋوﻫﺶﻫﺎ ﻧﻴﺰ ﮔﺰارش ﺷﺪه اﺳﺖ ).(Herbette et al., 2002; Jung et al., 2002 ﻧﺘﺎﻳﺞ ﺑﺮﺧﻲ ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻧﺸﺎن داده اﺳﺖ ﻛﻪ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي واﺟﺪ ﺑﺨﺶ ﭘﺮوﺗﺌﻴﻨﻲ ﺗﻴﻮل ﻧﻘﺶ ﻣﻬﻤﻲ در واﻛﻨﺶ ﺑﻪ رادﻳﻜﺎلﻫﺎي ﻓﻌـﺎل اﻛﺴﻴﮋن دارﻧﺪ ) Foyer and Noctor, .(2005; Larkindale et al., 2005از ﻣﻬـﻢﺗـﺮﻳﻦ اﻳـﻦ آﻧـﺰﻳﻢﻫـﺎ ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز اﺳﺖ ﻛﻪ ﻧﻘﺶ ﻣﻬﻤﻲ در ﻣﻘﺎﺑﻠﻪ ﺑﺎ ﺗﻨﺶ اﻛـﺴﻴﺪاﺳﻴﻮﻧﻲ و اﻳﺠـﺎد ﺗﻌـﺎدل ﺑـﻴﻦ رادﻳﻜﺎلﻫﺎي آزاد اﻛﺴﻴﮋن دارد .ﭼﻨﻴﻦ ﻧﻘﺸﻲ ﻣﻤﻜﻦ اﺳﺖ ﺑﻪ ﻃﻮر ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ ﺑﺎ واﻛﻨﺶ ﺑـﺪون واﺳـﻄﻪ ﻳـﺎ از ﻃﺮﻳﻖ ﺳﺎز و ﻛﺎر آﻧﺰﻳﻤﻲ ﺑﺎ ﻛﺎﻫﺶ ﻏﻠﻈﺖ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪ ﻫﻴﺪروژن ﺻﻮرت ﮔﻴﺮد ) Anne and Bruno, 1997; Pitzschke et al., .(2006ﺷﻮاﻫﺪ روﺷﻨﻲ ﻣﺒﻨﻲ ﺑﺮ ﺗﺄﺛﻴﺮ ﻏﻠﻈﺖ H2O2ﺑـﺮ ﻣﻴـﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴـﺖ آﻧـﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗـﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز وﺟﻮد دارد. اﻳﻦ ﻣﻮﺿﻮع ﺗﻮﺳﻂ اﺳﻤﻴﺖ و ﻫﻤﻜﺎران ) Smith et al., (1984در آزﻣﺎﻳـﺸﻲ روي ﻣﻮﺗﺎﻧـﺖﻫﺎي ﻓﺎﻗﺪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻧﺴﺒﻲ آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺗﺎﻻز )آﻧﺰﻳﻢ ﻓﻌﺎل ﻛﺎﻫﺶدﻫﻨﺪه (H2O2ﺑﺮرﺳﻲ ﺷﺪ. در ﺳﺎﻳﺮ ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻧﻴﺰ ﻣﺸﺨﺺ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ در ﺑﺮگ ﺑﺮﻧﺞ ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ،ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ GPX ،POD ،SODو APX ﺗﺮﺟﻴﺤﺎً اﻓﺰاﻳﺶ و CATﻛﺎﻫﺶ ﻣﻲﻳﺎﺑﺪ ) Lee et al., .(2001ﮔﻮﺳﺖ و ﻫﻤﻜﺎران ) (Gossett et al., 1994ﻧﻴﺰ ﮔﺰارش ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ در ﭘﻨﺒﻪ ،ﺷﻮري ﺑﺎﻋﺚ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ GPXو GRو ﻛﺎﻫﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ CATو APXﺷﺪ .در اﻳﻦ
ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت /دوره ﺷﺸﻢ /ﺷﻤﺎره اول /ﺑﻬﺎر 1395
ﭘﮋوﻫﺶ اﻓﺰاﻳﺶ ﻏﻠﻈﺖ H2O2در ﻣﻮﺗﺎﻧﺖﻫﺎي ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ ﻏﻠﻈﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛـﺴﻴﺪاز ﻫﻤـﺮاه ﺑﻮد. در ﻳﻚ آزﻣﺎﻳﺶ ﺗﻜﻤﻴﻠﻲ ،اﺳﭙﺮي ﺗﺮﻛﻴﺒﺎت ﻣﻤﺎﻧﻌﺖ ﻛﻨﻨﺪه ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺗﺎﻻز روي ﺑﺮگ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺟﻮ ،ﺳﻮﻳﺎ و ﺗﻨﺒﺎﻛﻮ، ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻴﺰان H2O2ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﺑﺎﻻ رﻓﺘﻦ ﻣﻴﺰان ﻏﻠﻈﺖ و ﻓﻌﺎﻟﻴـﺖ آﻧـﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗـﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﺷﺪ ) Smith, .(1985در ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺣﺎﺿﺮ ﻧﻴﺰ روﻧﺪ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﻣﻼﺣﻈﻪ ﺷﺪ، ﺑﺪﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ در ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﻣﻘﺎوم ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻴﺰان ،H2O2ﻣﻴﺰان آﻧﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﭘﺲ از ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻘﺪار H2O2 ﻣﻘﺎدﻳﺮ آﻧﺰﻳﻢ ﻧﻴﺰ ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ .اﻳﻦ ﺣﺎﻟﺖ ﻧﻘﺶ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ﺳﻢزداﻳﻲ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي اﻛﺴﻴﮋن ﻓﻌﺎل را ﺑﻪ ﺧﻮﺑﻲ ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ .ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ﻧﻴﺰ ﺣﺎﻟﺖ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ژن ﻗﺒﻠﻲ داﺷﺖ و اﻓﺰاﻳﺶ در ﻣﻴﺰان H2O2ﻣﻴﺰان اﻳﻦ ژن را اﻓﺰاﻳﺶ داد .اﻳﻦ ژن ﻧﻴﺰ در ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻗﺒﻠﻲ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ ﻋﺎﻣﻞ ﺳﻢزداي ﻗﻮي ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﻣﻌﺮﻓﻲ ﺷﺪه اﺳﺖ. ﻧﺘﻴﺠﻪﮔﻴﺮي ﻛﻠﻲ ﻧﺘﺎﻳﺞ اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه ﺑﺮﻧﺞ اﻳﺮاﻧﻲ ﻫﻤﺎﻧﻨﺪ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ FL478از ﻧﻈﺮ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاُﻛﺴﻴﺪاز از اﻟﮕﻮي ﺗﻘﺮﻳﺒﺎً ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﭘﻴﺮوي ﻛﺮدﻧﺪ .ﺗﺤﺖ ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ارﻗﺎم ﻣﻘﺎوم ﺑﻴﺶﺗﺮ ﺑﻮد .ﺑﺮرﺳﻲ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ) (OsGpxو ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ) (OsPrxدر ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ اﺗﻔﺎق اﻓﺘﺎد ،در ﺣﺎلﻛﻪ ﺑﻴﺎن ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﺻﻮرت ﮔﺮﻓﺖ ،ﻫﺮ ﭼﻨﺪ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد .ﻋﻼوه ﺑﺮ آن ،ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻛﺎرﻛﺮد ﻣﺠﻤﻮﻋﻪاي از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي آﻧﺘﻲ اﻛﺴﻴﺪاﻧﺖ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﺳﻢزداﻳﻲ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﺷﻮد و ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ ﺑﻪ دﻟﻴﻞ اﻳﻨﻜﻪ ﻣﻜﺎﻧﻴﺴﻢﻫﺎي آﻧﺰﻳﻤﻲ و ﻏﻴﺮ آﻧﺰﻳﻤﻲ ﻣﺘﻌﺪدي در ﺗﺤﻤﻞ ﻳﺎ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري دﺧﺎﻟﺖ دارﻧﺪ، ﺟﻬﺖ درك ﻫﺮ ﭼﻪ ﺑﻬﺘﺮ ﻋﻮاﻣﻞ ﺳﻢزداي ROSﺑﺎﻳﺴﺘﻲ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺟﺎﻣﻌﻲ روي ﻛﻞ ﺳﻴﺴﺘﻢ آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﮔﻴﺎه اﻧﺠﺎم ﺷﻮد.
1395 ﺑﻬﺎر/ ﺷﻤﺎره اول/ دوره ﺷﺸﻢ/ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ
References Akhani, H. and Ghorbanli, M. 1993. A contribution to the halophytic vegetable and flora of Iran. In: Leith, H. and Almasson, A. A. (Eds.). Towards the rational use of high salinity tolerant. Vol. 1. Kluwer Academic Publishers. Anne, C. L. and Bruno, T. 1997. Glutathiowe-mediated regulation of ATP sulfurylase activity, SO42-, uptake and oxidative stress response in lntact canola roots. Plant Physiology 114: 177-183. Ashraf, M. and Ali, Q. 2008. Relative membrane permeability and activities of some antioxidant enzymes as the key determinants of salt tolerance in canola (Brassica napus L.). Environmental and Experimental Botany 63: 266-273. Beauchamp, C. and Fridovich, I. 1971. Superoxide dismutase: Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry 44 (1): 276-287. Bhatt, I., and Tripathi, B. N. 2011. Plant peroxiredoxins: catalytic mechanisms, functional significance and future perspectives. Biotechnology Advances 29 (6): 850-859. Baier, M. and Diekz, K. J. 1999. Protective function of chloroplast 2-Cys peroxiredoxin in photosynthesis: Evidence from transgenic Arabidopsis. Plant Physiology 119: 1407-1414. Baier, M., Noctor, G., Foyer, C. H. and Dietz, K. J. 2000. Antisense suppression of 2-cysteine peroxiredoxin in Arabidopsis specifically enhances the activities and expression of enzymes associated with ascorbate metabolism but not glutathione metabolism. Plant Physiology 124: 823-832. Chance, B. and Maehly A. C. 1955. Assays of catalases and peroxidases. In: Colowick, S. P. and Kaplan, N. O. (Eds.). Methods in enzymology. Academic Press, New York. pp: 764-775. Choukr, A. R. 1996. The potential halophytes in the development and rehabiliation of arid and semiarid zones: Halophytes and biosalin. Agriculture 5: 3-13. Ciarmiello, L. F., Woodrow, P., Fuggi, A., Pontecorvo, G. and Carillo, P. 2011. Plant genes for abiotic stress. In: Shanker, A. and Venkateswarlu, B. (Eds.). Abiotic stress in plants: Mechanisms and adaptations. InTech. pp: 284-308. Cramer, G. R., Urano, K., Delrot, S., Pezzotti, M. and Shinozaki, K. 2011. Effects of abiotic stress on plants: A systems biology perspective. BMC Plant Biology 11 (163): 1-14. Dietz, K. J. 2008. Redox signal integration: from stimulus to networks and genes. Plant Physiolology 133: 459-468. FAO. 2007. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Statistics: FAOSTAT agriculture. from http://fao.org/crop/statistics. Fomenko, D. E., Koc, A., Agisheva, N., Jacobsen, M., Kaya, A., Malinouski, M., Rutherford, J. C., Siu, K. C., Jin, D. Y., Winqe, D. R. and Gladyshev, V. N. 2011. Thiol peroxidases mediate specific genome-wide regulation of gene expression in response to hydrogen peroxide. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 108: 2729-2734. Foyer, C. H. and Noctor, G. 2005. Oxidant and antioxidant signaling in plants: A re-evaluation of the concept of oxidative stress in a physiological context. Plant, Cell and Environment 28: 1056-1071. Fry, I. V., Huflejt, M., Erber, W. W. A., Peschek, G. A. and Packer, L. 1986. The role of respiration during adaptation of the freshwater Cyanobacterium synechococcus 6311 to salinity. Archives of Biochemistry and Biophysics 244: 686-691. Gossett, D. R., Millhollon, E. P. and Lucas, M. C. 1994. Antioxidant response to NaCl stress in salt tolerant and salt sensitive cultivars of cotton. Crop Science 34: 706-714. Gregorio, G. B., Senadhira, D. and Mendoza R. 1997. Screening rice for salinity tolerance. IRRI. Discussion Paper No. 22. Los Banos, Philipines. Herbette, S., Lenne, C., Leblanc, N., Julien, J. L., Drevet, J. R. and Roeckel Drevet, P. 2002. Two GPX-like proteins from Lycopersicon esculentum and Helianthus annuus are antioxidant enzymes with phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase and thioredoxin peroxidase activities. European Journal of Biochemistry 269: 2414-2420. Hernandez, J. A., Aguilar, A. B., Portillo, B., Lopez-Gomez, E., Beneyto, J. M. and GarciaLegaz, M. F. 2003. The effect of calcium on the antioxidant enzymes from salt-treated loquat and anger plants. Functional Plant Biology 30: 1127-1137. Hernandez, J. A., Ferrer, M. A., Jimenez, A., Barcelo, A. R. and Sevilla F. 2001. Antioxidant systems and O2-/H2O2 production in the apoplast of pea leaves. Its relation with salt-induced necrotic lesions in minor veins. Plant Physiology 127: 817-831.
1395 ﺑﻬﺎر/ ﺷﻤﺎره اول/ دوره ﺷﺸﻢ/ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت
ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران
Horling, F., Koning, J. and Dietz, K. J. 2002. Type II peroxiredoxin C, a member of the peroxiredoxin family of Arabidopsis thaliana: Its expression and activity in comparison with other peroxiredoxins. Plant Physiology and Biochemistry 40: 491-499. Jana, S. and Choudhuri, M. 1981. Glycolate metabolism of three submerged aquatic angiosperms during aging. Aquatic Botany 12: 345-354. Jeanjean, R., Matthijs, H. C. P., Onana, B., Havaux, M. and Joset, F. 1993. Exposure of the cyanobacterium Synechocystis PCC6803 to salt stress induces concerted changes in respiration and photosynthesis. Plant and Cell Physiology 34: 1073-1079. Jung, B. G., Lee, K. O., Lee, S. S., Chi, Y. H., Jang, H. H. and Kang, S. S. 2002. A Chinese cabbage cDNA with high sequence identity to phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidases encodes a novel isoform of thioredoxindependent peroxidase. The Journal of Biological Chemistry 277: 12572-12578. Kamali, E., Shahmohammadi Heydari, Z., Heydari, M. and Feyzi, M. 2011. Effects of irrigation water salinity and leaching fraction on soil chemical characteristic, grain yield, yield components and cation accumulation in safflower in Esfehan. Iranian Journal of Field Crops Science 6: 339-545. (In Persian with English Abstract). Kumar, V., Shriram, V., Nikam, T. D., Narendra, J., and Mahadeo, G. S. 2009. Antioxidant enzyme activities and protein profiling under salt stress in indica rice genotypes differing in salt tolerance. Archives of Agronomy and Soil Science 55: 379-394. Larkindale, J. D., Hall, J. R., Knight, M. and Vierling, E. 2005. Heat stress phenotypes of Arabidopsis mutants implicate multiple signaling sathways in the acquisition of thermo-tolerance. Plant Physiology 138: 882-897. Lee, D. H., Kim, Y. S. and Lee, C. B. 2001. The inductive responses of the antioxidant enzymes by salt stress in the rice (Oryza sativa L.). Journal of Plant Physiology 158: 737-745. Lin, C. C. and Kao C. H. 2001. Cell wall peroxidase activity, hydrogen peroxide level and NaClinhibited root growth of rice seedlings. Plant and Soil 230: 135-143. Marshall, O. J. 2004. PerlPrimer: Cross-platform, graphical primer design for standard, bisulphite and real-time PCR. Bioinformatics 20: 2471-2472. Meloni, D. A., Oliva, M. A., Martinez, C. A. and Cambraia, J. 2003. Photosynthesis and activity of superoxide dismutase, peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress. Brazilian Journal of Plant Physiology 15: 12-21. Miao, Y., Lu, D., Wang, P., Wang, X. C., Chen, J., Miao, C. and Song, C. P. 2006. An Arabidopsis glutathione peroxidase functions as both a redox transducer and a scavenger in abscisic acid and drought stress responses. The Plant Cel 18: 2749-2766. Mika, A. and Luthje, S. 2003. Properties of guaiacol peroxidase activites isolated from root plasma membrane. Plant Physiology 132: 1489-1498. Mittler, R., Vanderauwera, S., Gollery, M. and Van Breusegem, F. 2004. Reactive oxygen gene network of plants. Trends in Plant Science 9: 490-498. Momeni, A. 2010. The geographic distribution of soil salinity levels in Iran. Iranian Journal of Soil Research 24: 203-215. (In Persian with English Abstract). Morgan, B. A. and Veal, E. A. 2007. Functions of typical 2-Cys peroxiredoxins in yeast. Subcell Biochemistry 44: 253-265. Moser, D., Nicholls, P., Wastyn, M. and Peschek, G. A. 1991. Acidic cytochrome c6 of unicellular cyanobacteria is an indispensable and kinetically competent electron donor to cytochrome oxidase in plasma and thylakoid membranes. International Journal of Biochemistry 24: 757-768. Navabian, M. and Aghajani, M. 2012. Evaluating the effect of fresh and saline water irrigation management on Hashemi rice yield. The Journal of Science and Technology of Agriculture and Natural Resources, Water and Soil Science 16: 45-54. (In Persian with English Abstract). Navrot, N., Collin, V., Gualberto, J., Gelhaye, E., Hirasawa, M., Rey, P., Knaff, D. B., Issakidis, E., Jacquot, J. P. and Rouhier, N. 2006. Plant glutathione peroxidases are functional peroxiredoxins distributed in several subcellular compartments and regulated during biotic and abiotic stresses. Plant Physiology 142: 1364-1379. Pitzschke, A., Forzani, C. and Hirt, H. 2006. Reactive oxygen species signaling in plants. Antioxidants and Redox Signaling 8: 1757-1764. Puri, Y. P. and Williams, W. A. 1985. Evaluation of yield components as selection criteria in barley breeding. Crop Science 22: 927-931.
1395 ﺑﻬﺎر/ ﺷﻤﺎره اول/ دوره ﺷﺸﻢ/ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت
وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ
Rouhier, N. and Jacquot, J. P. 2005. The plant multigenic family of thiol peroxidases. Free Radic Biol Med 38: 1413–1421. Sairam, R. K., Rao, K. V. and Srivastava, G. 2002. Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science 163: 1037-1046. Sariam, R. K. and Tyagi, A. 2004. Physiology and molecular biology of salinity stress tolerance in plants. Current Science 86 (3): 407-421 Singh, B. D. 2001. Plant breeding: Principles and methods. Kalyani Publisher. 898 p. Slesak, I., Miszalski, Z., Karpinska, B., Niewiadomska, E., Ratajczak, R. and Karpinski, S. 2002. Redox control of oxidative stress responses in the C-3-CAM intermediate plant Mesembryanthemum crystallinum. Plant Physiology and Biochemistry 40: 669-677. Smith, I. K., Kendall, A. C., Keys, A. J., Turner, J. C. and Lea, P. J. 1984. Increased levels of glutathione in a catalase-deficient mutant of barley (Hordeum vulgare L.). Plant Science Letters 37: 29-33. Smith, I. K. 1985. Stimulation of glutathione synthesis in photo respiring plants by catalase inhibitors. Plant Physiology 79: 1044-1047. Stepien, P. and Klobus, G. 2005. Antioxidant defense in the leaves of C3 and C4 plants under salinity stress. Physiologia Plantarum 125: 31-40. Tripathi, B. N., Bhatt, I. and Dietz, K. J. 2009. Peroxiredoxins: A less studied component of hydrogen peroxide detoxification in photosynthetic organisms. Protoplasma 235: 3-15. Vaidyanathan, H., Sivakumar, P., Chakrabarty, R. and Thomas, G. 2003. Scavenging of reactive oxygen species in NaCl stressed rice (Oryza sativa L.): Differential response in salt tolerant and sensitive cultivars. Plant Science 165: 1411-1418. Van Breusegem, F. and Dat, J. F. 2006. Reactive oxygen species in plant cell death. Plant Physiology 141: 384-390. Van Weert, F., Van der Gun, J. and Reckman, J. 2009. Global overview of saline groundwater occurrence and genesis. International Groundwater Resources Assessment Centre. 105 p.
Cereal Research Vol. 6, No. 1, Spring 2016 (15-30) University of Guilan Faculty of Agricultural Sciences
Biochemical characteristics and expression analysis of some oxidative pathway genes in rice (Oryza sativa L.) under salt stress conditions Mojtaba Kordrostami1, Babak Rabiei2* and Seyyed Hassan Hassani Kumleh3 Received: September 12, 2015
Accepted: January 9, 2016
Abstract In this research, the expression of glutathione peroxidase (OsGpx) and proxy redoxin (OsPrx) genes and content of H2O2 and guaiacol dependent peroxidase (POD) in Iranian local (Hassani and Anbarboo) and improved (Nemat and Khazar) rice varieties in response to 100 mM salt stress were assessed and compared to two well-known international salt tolerant (FL478) and sensitive (IR29) varieties as checks. The results showed that the activity of peroxidase (POD) was different in the studied cultivars at different times and it’s activity in sensitive cultivars was more than tolerant cultivars under salinity stress conditions. The results also showed that the activity of this enzyme reached its maximum at early hours of stress in the tolerant cultivars and at late hours in the susceptible ones. The highest gene expression of glutathione peroxidase (OsGpx) was observed in the roots of tolerant varieties at 6 hours after stress and then at 12, 24, 48 and 72 hours after stress significantly decreased. In contrast, the expression of this gene in susceptible varieties increased at all studied times, however the most expression was observed at 6 and 12 hours after salinity stress. The study of peroxy-redoxin (OsPrx) gene expression showed that at the early hours after stress, tolerant varieties did not show any change in the gene expression, but at the final hours of stress (72 hours) gene expression was significantly increased. However, there was no consistent pattern for this gene expression in the susceptible cultivars. The results showed that there was a direct relationship between reduction of H2O2 and increased activity of antioxidant enzymes and genes expression. The result of this research indicated that activity of a set of antioxidant enzymes can lead to detoxification of reactive oxygen species. Therefore, for better understanding the ROS detoxifier factors, a comprehensive study should be done on the antioxidant system. Keywords: Glutathione peroxidase, Guaiacol peroxidase, H2O2, Peroxy-redoxin
1. Ph. D. Candidate, Dept. of Agricultural Biotechnology, Faculty of Agricultural Science, University of Guilan, Rasht, Iran 2. Prof., Dept. of Agronomy and Plant Breeding and Agricultural Biotechnology, Faculty of Agricultural Sciences, University of Guilan, Rasht, Iran 3. Assist. Prof., Dept. of Agricultural Biotechnology, Faculty of Agricultural Science, University of Guilan, Rasht, Iran * Corresponding author:
[email protected]